A) Botany

B) Parasitology

                a. Plant parasites
                b. Animal parasites
                c. Filterable infectious agents



c) Zoologie

 

Fixation

Any material taken from a living organism begins to change very quickly. Therefore, various methods are used to preserve and fix the original state. For blood smears, tissue fluid, and bacterial cultures, alcohol or heat fixation is most commonly used. The best method for each is indicated in these instructions. Fixative solutions are used to preserve the structure of tissue sections, of which the following are the most frequently used. A single fixative solution that preserves all cell and tissue components equally well does not exist. Therefore, the following instructions specify which fixative is most suitable for each method.

A. Smear Preparations:
A small amount of specimen material is spread in the thinnest and most even layer possible onto the coverslip or slide using a annealed platinum needle or scalpel. Alternatively, the following method, particularly recommended for blood preparations, can be used: Place a very small drop of blood, etc., onto a slide and hold a second slide at an acute angle to the drop. The drop will then spread along the edge of the second slide. Now, slowly slide this slide along the first slide, which serves as a base, thus carrying and spreading the drop. Pure cultures or material that is difficult to spread are best thinned beforehand with a drop of water. Then, allow the smear to air dry completely. Only then should the coverslip or slide, held with Cornet forceps and with the smear side facing up, be passed through a flame three times. Air drying is accelerated by repeatedly agitating the preparations. Air-dried preparations can be fixed not only by heat but also by immersion in absolute alcohol or a mixture of equal parts absolute alcohol and ether for approximately ten minutes. Staining is best achieved by applying the staining solution dropwise from a pipette. The staining time depends on the type of preparation and varies depending on the staining solution. Generally, 15 seconds to 1 minute is sufficient. Gentle warming accelerates the staining process. Where numerical values ​​can be given, they are listed in the following instructions. After staining is complete, the smears are carefully rinsed with water, patted dry with blotting paper, and dried, which can again be done with gentle warming. The preparation is then covered with a drop of cedarwood oil and examined without a coverslip. If a permanent slide is to be prepared, a coverslip is cemented in place with Canada balsam or Malinol. If special fixation methods are required, the necessary information can be found in the following instructions.

B. Tissue Sections:
The duration of fixation depends on the fixative and the type and size of the tissue sample. Where information is available, it has been provided for the fixative mixtures listed below.

 

Fixation solutions

1. Bouin

 

Pikrinsäure 1% ig wässrig	15 ccm
Formalin 40%	5 ccm
Eisessig	1 ccm

Alkohol absolut	60 ccm
Chloroform	30 ccm
Eisessig	10 ccm

Starkes Gemisch =
Chromsäure 1 %ig	15 ccm
Osmiumsäure 2 %ig	4 ccm
Eisessig	1 ccm

Formalin 40 %ig	10 ccm
Wasser dest.	100 ccm

Formalin 40 %ig	10 ccm
Alkohol 80 %ig	20 ccm

Sublimat	4,5 g
Natriumchlorid	0,5 g
Wasser	80 ccm
Formalin 40 %ig	20 ccm

Sublimat	5,0 g
Kaliumbichromat	2,5 g
Natriumsulfat krist.	1,0 g
Wasser dest	100 ccm
Formalin 40 %ig	5,0 ccm

   

Kaliumbichromat	2,5 g
Natriumsulfat krist	1,0 g
Wasser dest	100 ccm

                         

Kaliumbichromatlösung 3 %ig	80 ccm
Formalin 40 %ig, neutral	20 ccm

    

Sublimatlösung gesättigt wässrig	76 ccm
Formalin 40 %	20 ccm
Eisessig	4 ccm

Sublimat	4,5 g
Kochsalz	0,5 g
Trichloressigsäure	2,0 g
Eisessig	4,0 ccm
Wasser dest	80,0 ccm
Formalin 40 %ig	20,0 ccm

Sublimat	5,0 g
Kaliumbichromat	2,5 g
Natriumsulfat krist	1,0 g
Wasser dest	100,0 ccm
Kurz vor dem Gebrauch zufügen: Eisessig	5,0 ccm

Paraffin embedding:    


 

A. Botany


Astra Blue - Auramine - Safranin
Differentiation of cellulose and lignified cell walls

Required solutions:

A.	Astrablau FM	0,5 g
	dest. Wasser	100 ml
	Weinsäure	2,0 g
B.	Auramin O saturated aqueous solution
C.	1 g Safranin O in 100 ml distilled water. Materials used: Plant sections, embedded in paraffin, synthetic wax, or unembedded. Fixation: Formaldehyde or ethanol.

Staining procedure:

1. Transfer dewaxed sections from water to solution A for 1–5 minutes.
2. Rinse with distilled water.
3. Stain in solution B for 1–5 minutes; the sections will now have a greenish tint.
4. Rinse with distilled water.
5. Stain in solution C for 1–5 minutes.
6. Rinse with distilled water.
7. Dehydrate in acetone (changed three times).
8. Embed over a 1:3 mixture of phenol and petroleum ether in balsam or malinol.

Staining result:
Cellulose cell walls and only pure cellulose are intensely blue. Lignified cell walls range from sulfur yellow to brick red, depending on the degree of lignification. The stronger the lignification, the more intense the yellow hue.

Note: The use of a blue filter enhances the contrast of auramine and safranin.

Lit.: Maácz and Vágás, “Microscopy” Vol. 16 (1961), pp. 40 - 43
Required solutions:
   A. Strasburger's picric aniline blue solution
   B. 0.5 g picric acid in 100 ml 96% alcohol. Material used: Stems of Zea mays.

Staining procedure:

1. Stain sections for 1–2 minutes in solution A.
2. Rinse in distilled water.
3. Dehydrate in solution B.
4. Convert to xylene balsam or malinol.

Staining result:
Lignified elements yellow. Non-lignified elements blue.
Required solutions:

A. Dissolve 4 g of safranin in 200 ml methylcellosolve, add 100 ml 95% alcohol and 100 ml distilled water. Water, then add 4 g sodium acetate and 8 ml 40% formalin.
B. Saturated solution of picric acid in alcohol.
C. Saturated solution of aniline blue, water-soluble in alcohol. Before use, mix 78 ml of B with 22 ml of C Material used: Any lignified tissue.

Staining procedure:

1. Stain the sections in A for at least 2 hours.
2. Wash thoroughly with tap water.
3. Differentiate in B.
4. Stain for 2 hours in the mixture of B and C.
5. Wash in absolute alcohol for 10 seconds.
6. Lighten in clove oil.
7. Transfer in xylene.
8. Preserve in balsam or malinol.

Staining result:
Lignified or cutinated walls are stained bright red,cellulose walls are stained blue.

Lit.: Johansen, 1940, Plant Microtechnique, 1st edition.
Required Solutions:
   A. Prepare a saturated aqueous solution of Auramine O.
   B. Dissolve 1 g of Crystal Violet in 50 ml of distilled water and 50 ml of isopropyl alcohol. Mix equal parts of A and B before use. Materials Used:
       Sections of fresh, preserved, or bleach-treated material.

Staining Procedure:

1. Stain the sections for 5–10 minutes in the mixture of A and B.
2. Rinse briefly in distilled water. Differentiate in isopropyl alcohol (changed once) and dry with filter paper.
3. Transfer to terpineol (changed twice).
4. Encase in Malinol.

Staining Result:
Lignified membranes turn yellow. Cellulose turns violet.

Lit.: Beck, Mikrokosmos 48 (1959): 94 - 95, Franckh'sche Verlagshandlung, Stuttgart.

 
Required Solutions:

  A. 0.2% aqueous solution of Pure Blue
  B. 0.2% aqueous solution of Brilliantcrocein Immediately before use, mix equal parts of A and B. Materials used: As above.

Staining procedure:

1. Stain sections for 5–15 minutes in the mixture of A and B.
2. Rinse briefly in isopropyl alcohol (changed once).
3. Dry with filter paper.
4. Transfer to terpineol (changed twice).
5. Contain in Malinol.

Staining result:
Wood membranes stained red, cellulose stained blue. Literature: As above.
 
Necessary Solutions:

A. Malachitgrün	0,5 g
Säurefuchsin	0,5 g
Alkohol	75 ccm
Wasser dest.	75 ccm

Staining procedure:

1. Add sections to the substrate.
2. Stain in solution A for 10 minutes.
3. Wash in 96% alcohol.
4. Lighten in carbolic-xylene, then embed in balsam or malinol over xylene.

Staining result:
   Membran cellulose: red
   Lyngeal parts:         green
Ref.: Nečesaný, V. (1955), Prirodovedecky Spornik Ostravskeho kraje, 16: 184–202
 
Necessary Solutions:

A.	Äthylalkohol	90 ccm
	Propionsäure	5,0 ccm
	Formaldehyd 40 %ig	5,0 ccm
B.	Natriumhypochlorit 1 %ig
C.	Kaliumhydroxyd 10 %ig in 95 %igem Alkohol
D.	Sudanblau	0,5 g
	Butylalkohol (tert.)	10,0 ccm
	ösen bei Zimmertemperatur, zufügen: Äthylalkohol gut schütteln, filtrieren	190,0 ccm
E.	Safranin O	2,0 g
	Cellosolve)	100,0 ccm
	Äthylalkohol 95 %ig	50,0 ccm
	Natriumacetat 4 %ig wässrig	50,0 ccm
	Formaldehyd 40 %ig	4,0 ccm
D.	Congorot	0,05 - 0,1 g
	Lösung D	25,0 ccm
	Lösung E	5,0 ccm

Staining procedure:

1. Fix in solution A, 24–48 hours.
2. Cut to 50–100 µm thickness, immerse in 50% alcohol.
3. Extract in acetone, 5 minutes.
4. Bleach in solution B, 5 minutes.
5. Saponify in solution C, 15 minutes.
6. Rinse with 50% alcohol, 3 times.
7. Stain in solution F, 30 minutes at 55°C.
8. Rinse in 50% alcohol, 2 times.
9. Embed in Malinol.

Staining result:
    Cellulose and cytoplasm: light red
    Wood tissue and cork:     orange-red
    Rubber:                            blue
Ref.: Addicott, F.T. (1944), Stain Tech., 19: 99–102.
Johansen, D. A. (1940), Plant Microtechnique, pp. 41–42, 62 (McGraw-Hill Book Co., New York & London).
Necessary Solutions:

A. Safranin	1 g
Alkohol 50 %ig	100 ccm
B. Lichtgrün FS	1 g
Nelkenöl	100 ccm

Staining Procedure:

1. Stain sections in solution A for 5–10 minutes.
2. Wash in water.
3. Dehydrate in an ascending alcohol series.
4. Counterstain with solution B for 2–5 minutes (microscopic inspection).
5. Lighten in clove oil.
6. Wash in xylene, embed in balsam or malinol.

Staining Result:
  Wood fibers: red
  Cellulose:     green
Ref.: Chamberlain, C. J. (1932), Methods in Plant Histology, 5th ed. (Univ. of Chicago Press)
Required solutions:

   A. Dissolve 0.1 g of thionine in 100 ml of 5% phenol solution with warming.
   B. Saturate solution of Orange G in absolute alcohol.
       Materials used: Pathological plant sections, fixative of choice,
       Paraffin embedding.

Staining procedure:

1. Deparaffin as usual.
2. Stain in solution A for approximately one hour.
3. Dehydrate in the ascending alcohol series.
4. Differentiate in solution B.
5. Rinse in absolute alcohol.
6. Embed over xylene in balsam or malinol.

Staining result:
   Parasites purple-violet, cellulose walls yellow-green, xylem blue, chromosomes blue, spindles purple.
Ref.: Conn, 1953, Biological Stains, 6th edition, Williams & Wilkins Company, Baltimore.
 

Required solution:
   Dissolve 5 mg of resorcinol blue and 5 mg of Martius yellow in 10–15 ml of distilled water. Add a few drops of highly diluted ammonia until the solution         has an olive tint.
   Material used: Pollen tubes in styles, unfixed and unembedded.

Staining procedure:

1. Lightly moisten thin styles or ovaries with water and crush between two microscope slides. Alternatively, make longitudinal sections of thicker styles or ovaries by hand and then crush them.
2. Cover the material spread on a microscope slide with the above solution and allow it to act for 2–5 minutes.
3. Carefully aspirate excess staining solution or rinse with a little water.
4. Place a coverslip on top, press down, and view under a microscope with strong illumination.
5. If permanent slides are desired, rim the coverslip with coverslip putty or coverslip varnish.

Staining result:
    Pollen tubes blue, background light yellowish-green.
Ref.: Nebel, 1931, Stain Technology, 6, 27-29, Publisher: Williams & Wilkins Company, Baltimore.
Required Solution:
Bacteriological ink
Materials Used: Pollen dust from hazel, alder, pine,
spruce, coltsfoot, dandelion, pumpkin, and others.

Staining Procedure:

1. Thoroughly mix a small amount of ink with an equal amount of distilled water.
2. Place a drop of the diluted ink onto a microscope slide, pour some pollen dust next to it, and rub them together well.
3. Spread the drop as thinly as possible using a second slide or a coverslip and allow it to air dry.
4. View under a microscope with strong illumination.

Staining Result:
   The pollen grains stand out clearly in their various shapes against the dark background.
Note: Once the smear has dried completely flat, a permanent slide can be prepared by cementing a coverslip onto it.

 


Required solutions:

   A. Fixing solution consisting of 20 ml glacial acetic acid and 60 ml 100% alcohol
   B. Orcein stock solution: 1 g of orcein is boiled in 50 ml 45% acetic acid for 2 hours using a reflux condenser. After cooling, the solution is filtered. Material used: Meristem cells from root tips.

Staining procedure:

1. Fix the material in solution A.
2. Transfer to a mixture of equal parts alcohol and concentrated hydrochloric acid for 5 minutes, then wash thoroughly in pure alcohol.
3. Place on a slide coated with protein glycerin.
4. Stain for 3–4 minutes with a mixture of equal parts by volume of solution B and 45% acetic acid.
5. Press the material firmly onto a second slide and filter the liquid using filter paper.
6. Wrap the two slides coated with the material tightly in blotting paper soaked in 95% alcohol, place them in a Petri dish, and cover.
7. After 5 hours, remove the blotting paper and soak the slides in alcohol until they separate easily. The material will now adhere firmly to the coated protein glycerin.
8. Allow to drain and then enclose in Euparal.

Staining result:
   Chromosomes appear purple to brownish-red; cytoplasm and nuclei are barely stained.
Ref.: B. P. Kaufmann, cited in Conn, Darrow, and Emmel, Staining Procedures, 2nd ed.

 
Required solutions:
   A. 4% iron alum solution, freshly prepared
   B. 0.5% aqueous haematoxylin solution
   C. 1.2% aqueous picric acid solution
Materials used: Root tips, sections.

Staining procedure:

1. Fix in Flemming's chromosmic acid, embed in paraffin. Transfer the deparaffinized sections from water to A for 30 minutes.
2. Wash in running water for 10 minutes.
3. Stain for 30–60 minutes in B.
4. Wash for 10 minutes in running tap water.
5. Differentiate in C, check under a microscope.
6. Wash for 20 minutes in running tap water.
7. Dehydrate in the ascending alcohol series, adding one drop of ammonia to either the 70% or 80% alcohol solution.
8. Pass through xylene and encapsulate in balsam or malinol. Counterstaining can be performed.

Staining result:
   Chromosomes are stained bluish-black and are well differentiated.
Ref.: Hutner, Stain Technology, 9, 57-59


Required solutions:
   A. 1% aqueous solution of safranin
   B. 1% aqueous solution of gentian violet
   C. 0.5% aqueous solution of orange G
Materials used: Root tips, e.g., of Vicia faba, delicate longitudinal sections.
Fixation is best performed in Flemming's chromosmium acetic acid.

Staining procedure:

1. Deparaffin the sections in the usual manner.
2. Stain for 1–3 hours in solution A.
3. Rinse in distilled water.
4. Transfer to solution B for approximately 2–5 minutes.
5. Rinse with distilled water.
6. Add dropwise solution C.
7. After approximately 1–5 minutes, rinse with water.
8. Dehydrate in 96% alcohol.
9. When the last traces of staining dissipate, quickly cover the slide with clove oil or terpineol and check under a microscope whether the staining was successful.
10. Pass through xylene and encapsulate in balsam or malinol.

Staining result:
   If the staining is successful, the chromosomes in dividing cells will be bright red, the nucleolus red with a usually bluish tinge. The spindle fibers will             appear blue, and the cytoplasm brownish-yellow.
Ref.: Flemming, W., 1891, Arch. mikr. Anat, 37, 249–298
Required solution:
   Carmine-acetic acid according to Schneider.
  Material used: Root sections.

Staining procedure:

1. Cut 0.5 cm long root sections between the pith into thin longitudinal sections.
2. Cover the sections on the slide with carmine-acetic acid.
3. Place a large coverslip on top and heat the preparations over a low flame for about 10 seconds until the acetic acid boils.
4. After cooling, gently squeeze the sections if necessary and examine them under the microscope.
5. Not suitable for permanent slides.

Staining result:
   The nuclei and nuclear divisions appear clearly stained red.
Required solution:
   Methyl green-acetic acid
   Material used: T       hin longitudinal sections of broad bean (Vicia faba).

Staining procedure:

1.   Pour methyl green acetic acid over sections on the slide and allow to act briefly.
2.    Rinse quickly with water to which a trace of acetic acid has been added.
3.    Absorb excess liquid with filter paper, place a coverslip on top, and examine under a microscope. Not suitable for permanent slides.

Staining result:
The dormant and dividing cell nuclei appear fixed and distinctly green within the cells.
Pianese stain
   

Necessary solutions:
A. Pianese-Farbgemisch		0,6 g
Alkohol		50 ccm
Wasser dest.                                                                                      erwärmen, abkühlen lassen, filtrieren B. Salzsäure-Alkohol 3 %		150 ccm

Staining procedure:

1. Place sections in 50% alcohol.
2. Stain with solution A for 30–60 minutes.
3. Wash with alcohol.
4. Differentiate with solution B for 30 seconds.
5. Wash with alcohol.
6. Lighten in clove oil, embed in balsam or Malinol.

Staining result:
   Fungal hyphae: pink
   Host tissue:      green
Ref.: Pianese, G. (1896), Beitr. Path. Anat. u. Allg. Path. Ergb. I, 193

 

 

B. Parasitology

 
                 a. Plant parasites
                 b. Animal parasites
                 c. Filterable infectious agents
 

a) Plant parasites
Bacterial staining according to Gram

 

Smear Preparations

Required solutions:

A. Carbolgentiana violet solution
B. Iodine-potassium iodide solution 1:2:300
C. Carbol fuchsin 1 part
     Distilled water 10 parts

Staining procedure:

1. After fixing, stain with solution A under gentle warming for 1-3 minutes.

2. Discard the staining solution (do not rinse).

3. Transfer to solution B for 1-3 minutes.

4. Discard the staining solution.

5. Decolorize with 96% alcohol until no more color scum is released, approximately 15 seconds.

6. Re-stain with solution C for 5-30 seconds.

7. Rinse briefly with water, dry.

8. Embrace in Canada balsam or Malinol.

Staining result:
   Gram-positive bacteria:   blackish-blue
   Gram-negative bacteria: red

 
Required Solutions:
   A. Carbolgentian Violet Solution
   B. Iodine-Potassium Iodine Solution 1:2:300
   C. Bismarck Brown Solution

Staining Procedure:

1. Adhere the sections and de-paraffin.
2. Stain in Solution A for 2–5 minutes.
3. Pour off the staining solution (do not rinse).
4. Transfer to Solution B for 1–2 minutes.
5. Decolorize with 90% alcohol until no more color runs.
6. Rinse with water.
7. Re-stain with Solution C.
8. Rinse with 60% alcohol.
9. Dehydrate with absolute alcohol.
10. Lighten in xylene and embed in balsam or malinol.

Coloring result:
Gram-positive bacteria: black-blue Gram-negative bacteria: brown
Gram positive are: 
            Bacillus diphtheriac                Bacillus anthracis 
            Bacillus tetani                         Mycobacterium leprae 
            Bacillus tuberculosis               Micrococcus tetragenus

Pneumococcus Streptococcus           Staphylococcus Actinomyces
Bacillus rhusiopathiae suis                 Bacillus of mouse septicemia
Bacterium rhinoscleromatis                Bacillus smegmatis
Yeast cells
 

Gram-negative words are:
Bacterium tussis convulsivae	Bacterium typhi
Bacterium influencae	Bacterium paratyphi
Bacterium pneumoniae Friedländer	Bacterium pestis
Bacterium pyocyaneum	Bacterium mallei
Bacillus oedematis maligni	Bacterium coli
Bacterium aegyptiacum	Bacterium cholerae
Bacterium abortus infectiosi	Bacterium necrophorum
Micrococcus gonorrhoeae	Micrococcus melitensis
Micrococcus intracellularis Spirochaeta pallida	Spirochaeta Obermeier

 
Bonhoff staining (sections)

Required solutions:

A. Concentrated alcoholic methylene blue solution                      4 parts
     Carbol fuchsin                                                                        15 parts
     Distilled water                                                                         20 parts
     The mixture must always be freshly prepared.
B. 1% aqueous acetic acid
C. Aniline-xylene

Staining procedure:

1. Transfer sections from absolute alcohol to microscope slides, rinse, and fix.
2. Stain in solution A for 2 minutes (heat once over a flame until steaming occurs).
3. Discharge the staining solution and rinse with water.
4. Differentiate with solution B.
5. Rinse in water.
6. Dehydrate with solution C (changing several times) for 3–5 minutes.
7. Transfer to xylene and embed in balsam or malinol.

Staining result:
   Bacteria: light blue
   Tissue and nuclei: red
Required solutions:
   A. Bunge mordant
   B. Carbol-gentian violet

Staining procedure:

1. Mix a small amount of pure culture with an equal amount of water and spread onto a completely grease-free slide.
2. Dry by passing the slide three times over a flame.
3. Drip the mordant through a paper filter.
4. Apply the mordant for 1 minute while gently warming.
5. Rinse with water.
6. Re-stain with solution B for 3-5 minutes while gently warming.
7. Rinse with water.
8. Dry, then encapsulate in balsam or Malinol.

Staining result:
   Flags: blackish-brown
   Bacteria: violet Smear Preparations


Required Solution:
A. Carbolfuchsin                                              1 part 
     Distilled Water                                          10 parts

Staining Procedure:

1. Fix smears.
2. Stain in solution A for 5–10 minutes.
3. Rinse in water.
4. Dry, then encase in balsam or Malinol.

Staining result:
   Bacteria: red

Required solutions:
   A. Löffler's methylene blue solution
   B. 0.25–0.5% aqueous acetic acid

Staining procedure:

1. Stain in solution A for 5–30 minutes.
2. Rinse in water.
3. Differentiate in solution B.
4. Transfer to 90% alcohol for 2–5 minutes.
5. Lighten in xylene, embed in balsam or malinol.

Staining result:
   Bacteria: blue


Frosch stain (smear preparations)
 

Required solutions: A. Fuchsin 1 %ig wässrig, schwach alkalisch
B. Patentblau konz. wässrig	3 Tropfen
Essigsäure konz. (Eisessig)	1 Tropfen
Wasser dest.	20 ccm
C. Wasser dest.	30 ccm
Essigsäure konz. (Eisessig)	1 Tropfen

 
Staining procedure:
Fix in absolute alcohol.

Stain in solution A for 10–30 seconds.

Counterstain and differentiate in solution B until the preparation (in the thinner parts of uneven smears) has taken on a greenish-blue hue.

Rinse in solution C.
Dry with blotting paper and encase in balsam or Malinol.

Staining result:
Germ bacilli: bright red
Erythrocytes: green
Note: Staining fails with old, decomposed material and very old smears.
Hansen stain (smear preparations)

Required solutions:
   A. Löffler's methylene blue
   B. Safranin 3% aqueous

Staining procedure:

1. Heat fixation.
2. Stain in solution A, 1 minute.
3. Rinse in water.
4. Re-stain in solution B, 15–20 seconds.
5. Rinse in water.
6. Dry, encase in balsam or malinol.

Staining result:
   Bang bacteria:                                      blue
   Accompanying bacteria and substrate: red

Section preparations
   Required solution: A. Carbolthionine

Staining procedure:

1. Stain the sections (paraffin sections) in solution A, 2–5 minutes.
2. Rinse in water.
3. Dehydrate in absolute alcohol.
4. Lighten in xylene, embed in balsam or malinol.

Staining result:
   Bacteria: blue-violet
   Nutrients: light blue

Bacterium necrophorum
(Nekrosebazillus Bang)



Färbung nach Claudius  (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Methylviolett konz. wässrig
2. Pikrinsäure 0,5 %ig wässrig
3. Nelkenöl

Färbevorschrift:

1. Fixieren, färben in Lösung A, 1 Minute.
2. Spülen in Wasser.
3. Trocknen zwischen Fließpapier.
4. Übertragen in Lösung B, 1 Minute.
5. Spülen in Wasser.
6. Trocknen zwischen Fließpapier.
7. Differenzieren in Nelkenöl.
8. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Bakterien:           blau
         Untergrund:        farblos bis schwach gelblich

Färbung nach Jensen (Schnittpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Safranin in Anilinwasser (analog dem Anilinwasser-Gentianaviolett)
2. Safranin konz. alkoholisch
3. Fluorescein gesättigt in Nelkenöl
4. Methylgrün gesättigt wässrig

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Müllerscher Lösung
2. Nachhärten in Alkohol einige Minuten
3. Färben in Lösung A, 5 Minuten
4. Entwässern in Lösung B
5. Übertragen in Lösung C
6. Einlegen in Nelkenöl, dann in Alkohol
7. Nachfärben mit Lösung D
8. Entwässern mit Alkohol, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
           Nekrosebakterien:      rot
           Gewebe:                    grün


Bacilius anthracis
(Milzbrandbazillen)
Färbung nach Ölt (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Safranin 2 %ig wässrig
2. Essigsäure 2 %ig

Färbevorschrift:

1. Färben der lufttrockenen Ausstriche in Lösung A unter Aufkochen.
2. Spülen mit Wasser.
3. Differenzieren mit Lösung B, 10 Sekunden.
4. Abspülen mit Wasser.
5. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Bazillenleib: rot, Kapsel: gelb

Färbung mit Azur-Eosin (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösung:
A. Azur-Eosin-Lösung

Färbevorschrift:

1. Auf lufttrockene, flicht fixierte Ausstriche Lösung A auftropfen (etwa 2 Tropfen).
2. Nach 30 Sekunden Farblösung ablaufen lassen.
3. 20 Tropfen Wasser dest. nachlaufen und 1 - 7 Minuten einwirken lassen.
4. Trocknen zwischen Fließpapier.
5. Einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Bazillen:     blau
         Kapseln:     rotviolett bis rosa
Anm.: Diese Färbung lässt auch zerfallene Milzbrandbazillen, leere Kapseln, wie sie in Milzbrandschatten in angefaultem Material vorkommen, noch erkennbar werden. Die      Färbezeiten sind genau einzuhalten, da bei zu langer Färbung zu starke Blaufärbung eintritt, wodurch die Kapseln schwer sichtbar werden.

Färbung nach Kühne-Weigert (Schnittpräparate)

Erforderliche Lösungen:
 
   A. Lithiumcarminlösung
   B. Salzsäure-Alkohol
   C. Kristall violett konz. wässrig                                                    100 ccm
       Salzsäure                                                                           10 Tropfen
   D. Lugolsche Lösung
Färbevorschrift:

1. Schnitte färben in Lösung A, 3 Minuten.
2. Kurz spülen in Lösung B.
3. Spülen in Wasser.
4. Färben in Lösung C, 5 - 10 Minuten.
5. Übertragen in Lösung D, 1 - 2 Minuten.
6. Farblösung sorgfältig abtupfen.
7. Entfärben in Anilinöl, bis keine violetten Farbwolken mehr abgehen und der Schnitt wieder Karminfarbe zeigt.
8. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Bazillen:     tief blau violett
          Gewebe:     rot

Kapselfärbung nach Klett (Darstellung der Milzbrandbazillen-Kapseln)

Notwendige Lösungen:

1. Methylenblaulösung wässrig-alkoholisch.
2. Fuchsinlösung wässrig-alkoholisch.

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene Ausstriche durch die Flamme ziehen.
2. Färben in Lösung A unter Erwärmen bis zum Aufkochen.
3. Reichlich mit Wasser spülen.
4. Nachfärben mit Lösung B, 5 Sekunden.
5. Abspülen mit Wasser.
6. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Innere Teile der Bakterien: blau
          Hülle:                                 leicht rosenrot
          Konturen:                           dunkelrot

Kapselfärbung nach Räbiger (Darstellung der Milzbrandbazillen-Kapseln)

Notwendige Lösung:
A. Formalin conc. rein                                                     100 ccm
    Gentianaviolett                                                            15 g
    Gut miteinander verrühren und nach 12 Stunden filtrieren.

Färbevorschrift:

1. Nicht fixierte Präparate färben in Lösung A, 20 Sekunden.
2. Abspülen mit Wasser.
3. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Kapseln:     rötlichviolett
         Bazillen:     tiefblau


Bacillus diphtheriae
(Diphtheriebazillen)



Färbung nach Neisser (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Neisser I und II
      (vor Gebrauch 1: 1 zu mischen.)
   B. Neisser III
Färbevorschrift:

1. Hitzefixierte Ausstriche färben in Lösung A, 10 - 20 Sekunden.
2. Kurz spülen in Wasser.
3. Gegenfärben mit Lösung B, 10 Sekunden.
4. Abspülen mit Wasser, trocknen mit Fließpapier.
5. Einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Bazillenleib:       braun
Polkörnchen:     dunkelblauschwarz
Anm.: Pseudodiphtheriebazillen verhalten sich bei dieser Färbung negativ.
Eine deutlichere Darstellung der Polkörnchen erhält man durch eine 3 - 5 Sekunden dauernde Behandlung mit Lugolscher Lösung, der 1 % Milchsäure zugesetzt wird, vor dem ersten Spülen.

Färbung nach Stoltenberg (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Farblösung nach Stoltenberg

Färbevorschrift:

1. Färben der fixierten Ausstriche in Lösung A, 1 Minute.
2. Spülen mit Wasser, trocknen.
3. Einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Bazillenleib:        grün
         Polkörnchen:       rot

Färbung nach Ljubinsky

Notwendige Lösungen:
A. Methylviolett 2B                                                                     
 0,25 g
    Wasser dest.                                                                              95 ccm
    Eisessig                                                                                      5 ccm
B. Bismarckbraun                                                                          0,1 g
    Wasser dest.                                                                            100 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in schwacher Hitze.
2. Färben in Lösung A, 30 - 20 Sekunden.
3. Waschen in Wasser.
4. Färben mit Lösung B, 30 Sekunden.
5. Waschen in Wasser.
6. Trocknen (Fließpapier).

Färbeergebnis:
         Polkörnchen:       blauschwarz
         Bakterien:           gelbbraun
Lit.: Blumenthal, J. M. & Lipskerow, M. (1905), Centbl. Bakt. I Abtl., Orig. 38, 359 - 366

Färbung nach Gram (Schnittpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Carbolgentianaviolett, Gram
   B. Lugolsche Lösung
   C. Carbolfuchsin
      (Vor Gebrauch mit Wasser 1 : 10 verdünnen.)
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Müllerscher Lösung.
2. Paraffinschnitte färben in Lösung A, 5 - 20 Minuten.
3. Spülen in Wasser.
4. Beizen in Lösung B, 1 - 2 Minuten.
5. Differenzieren in Alkohol 90 %ig, bis der Schnitt nahezu farblos erscheint.
6. Kurz spülen mit Wasser.
7. Nachfärben mit Lösung C.
8. Übertragen in Alkohol 96 %ig und absolut.
9. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Diphtheriebazillen:       blauschwarz
         Untergrund:                hellrot

Fluoreszenzmethode nach Küster (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Auramin O                                                                               0,1 g
    Wasser dest.                                                                           100 ccm
    Carbolsäure flüssig                                                                      5 ccm

Färbevorschrift:

1. Färben der fixierten Ausstriche mit Lösung A, 10 Sekunden.
2. Kräftig spülen in sehr weichem Leitungswasser oder n/10 Ammoniaklösung etwa 10 Sekunden.
3. Trocknen an der Luft oder zwischen faserfreiem Fließpapier.

Färbeergebnis:
         Diphtheriebazillen:       blaugrün
         Körnchen:                   goldgelb
Bei Pseudodiphtheriebazillen erscheinen allenfalls vorhandene Körnchen nicht leuchtend goldgelb, sondern höchstens schwach grünlichgelb gefärbt.



Bazilius tuberculosis
(Tuberkelbazillen)



Färbung nach Ziehl-Neelsen (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:

1. Carbol-Fuchsin, Ziehl-Neelsen
2. Salzsäure-Alkohol
3. Löffler's Methylenblau

Färbevorschrift:

1. Fixieren der Sputumausstriche in der Hitze.
2. Färben mit Lösung A, 3 - Minuten, erwärmen bis zur Blasenbildung.
3. Waschen in Wasser.
4. Entfärben mit Lösung B, bis nur noch ein rosa Farbton sichtbar ist.
5. Waschen in Wasser.
6. Gegenfärben mit Lösung C.
7. Waschen in Wasser.
8. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Säurefeste Bakterien:   rot.
          Andere Organismen:    blau.
          Untergrund:                schwach blau oder ungefärbt
Lit.: Ziehl, F. (1882), Deut. Med. Woch., 8 : 451.
Neelsen, F. (1883), Centbl. Med. Wis., 21 : 497 – 501

Färbung nach Mühlpfordt  (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Victoriablau 4 R 3% ig wässrig
2. Salzsäure-Alkohol
3. Pyronin G  1%ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Auftropfen der Lösung A auf das lufttrockene Präparat und einmal bis zur Blasenbildung erhitzen.
2. Abspülen mit Wasser.
3. Differenzieren mit Lösung B, 5 Minuten.
4. Spülen mit Wasser, trocknen mit Fließpapier.
5. Gegenfärben mit Lösung C, 10 - 20 Sekunden. 6. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
        Tuberkelbazillen:          tiefblau
         Untergrund:                karmoisinrot
        Alle Begleitbakterien:    rot

Färbung nach Schaedel für Rot-Blau-Blinde (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:
   A. Methylviolett BB                                                                      1 g
       Alkohol absolut                                                                      10 ccm
      Carbolwasser 2 %ig                                                                90 ccm
   B. Salzsäure-Alkohol
   C. Bismarckbraun konz. wässrig
Färbevorschrift:

1. Fixierte Ausstriche färben mit Lösung A unter dreimaligem Aufkochen.
2. Kräftig spülen mit Wasser.
3. Entfärben mit Lösung B, bis das Präparat grau aussieht.
4. Spülen mit Wasser.
5. Nachfärben mit Lösung C, 1 - 2 Minuten.
6. Spülen mit Wasser.
7. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
      Bazillen:           schwarzviolett           
      Untergrund:      hellbraun
 
Färbung nach Koch-Ehrlich (Schnittpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Carbolfuchsin
2. Salzsäure-Alkohol
3. Methylenblaulösung konz. wässrig
4. Essigsäure 0,25 %ig

G. Nelkenöl



Färbevorschrift:

1. Fixieren in Müllerscher Lösung oder aufsteigender Alkoholreihe.
2. Färben mit Lösung A bei 37° C 30 Minuten oder 12 Stunden bei Zimmertemperatur.
3. Entfärben mit Lösung B, 10 - 15 Sekunden.
4. Waschen mit Alkohol 70 %ig, bis keine Farbwolken mehr abgehen und das Präparat farblos erscheint.
5. Nachfärben mit Lösung C, 5 Minuten.
6. Spülen in Lösung D, dann in Alkohol.
7. Aufhellen in Nelkenöl, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
       Tuberkelbazillen:                           rot
       Gewebe und andere Bakterien:       blau

Fluoreszenz-Methode nach Haitinger und Schwertner

(Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Acridingelb 0,2 %ig wässrig
2. Salzsäure-Alkohol

Färbevorschrift:

1. Hitzefixierte Ausstriche 30 Sekunden färben in Lösung A.
2. Spülen mit Wasser.
3. Differenzieren mit Lösung B etwa 10 - 15 Sekunden, bis das Präparat im Tageslicht farblos erscheint.
4. Spülen mit Wasser.
5. Trocknen an der Luft oder mit faserfreiem Fließpapier.

Färbeergebnis:
          Tuberkel-Bazillen:       goldgelb
         Untergrund:                dunkelblau-schwarz
An sehr dicken  Stellen des Ausstriches leuchten die Zellen des Untergrundes schwach grünlich

Fluoreszenzmethode nach Hagemann-Herrmann

(Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Auramin O                                                             0,1 g
       Wasser dest.                                                         100 ccm
       Carbolsäure flüssig   ...................................            5 ccm
   B. Salzsäure-Alkohol
   C. Kaliumpcrmanganatlösung 1 : 1000
   D. Löffler's Methylenblau
Färbevorschrift:

1. Hitzefixierte Präparate mit Lösung A übergießen.
2. Erhitzen bis zum Blasenspringen, 5 Minuten einwirken lassen.
3. Abspülen in fließendem Wasser.
4. Differenzieren mit Lösung B, bis das Präparat farblos erscheint, etwa 15 - 20 Sekunden.
5. Abspülen in fließendem Wasser.
6. Eintauchen in Lösung C genau 5 Sekunden.
7. Abspülen in fließendem Wasser.
8. Eintauchen in Lösung D, 1 Sekunde.
9. Spülen mit Wasser, trocknen zwischen faserfreiem Fließpapier.

Färbeergebnis:
     Tuberkelbazillen:                                         hellgelb leuchtend
      Nicht säurefestes Material, Zellen, Schleim: dunkelbrauner Schatten.

Fluoressenzmethode nach Bachmann und Finke (Schnittpräparate)
 

Notwendige Lösungen:
A. Auramin O		0,1 g
Wasser dest.		100 ccm
Carbolsäure flüssig		5 ccm
B. Brennspiritus (Aethylalkohol)		100 ccm
Salzsäure		0,4 ccm
Natriumchlorid        C. Löfflers Methylenblau		0,4 g

Färbevorschriff:

1. Entparaffinierte Schnitte kräftig spülen mit Wasser.
2. Färben mit Lösung A, 15 Minuten.
3. Spülen mit Wasser.
4. Differenzieren mit Lösung B, 3 Minuten. (Nach 90 Sekunden die Lösungerneuern.)
5. Spülen mit Wasser.
6. Färben mit Lösung C, 30 Sekunden.
7. Spülen mit Wasser.
8. Vorsichtig trocknen mit faserfreiem Fließpapier.
9. Bei Dauerpräparaten: Einbetten in fluoreszenzfreiem Cedernholzöl und im Dunkeln aufbewahren.

Färbeergebnis:
     Tuberkelbazillen: hellgelb leuchtend

Fluoreszenzmethode nach Schallock (Schnittpräparate) Notwendige Lösungen:
A. Auramin O	0,1 g
Wasser dest.                                                                     B. Salzsäure-Alkohol	100 ccm
C. Thiazolgelb	0,1 g
Wasser dest.	100 ccm

 
Färbevorschrift:

1. Entparaffinierte Schnitte aus Wasser übertragen  in Lösung A bei 37° C für 15 Minuten.
2. Differenzieren mit Lösung B bei 37° C.
3. Spülen in Wasser.
4. Gegenfärben mit Lösung C, 2 Sekunden.
5. Spülen in Alkohol 50 %ig.
6. Abspülen in Wasser.
7. Eindecken mit Glycerin, Deckgläschen mit Wachs umranden.

Färbeergebnis:
         Tuberkelbazillen:         gelb leuchtend
         Gewebe:                     schwach blau
Anm.: Material, das länger als 4 - 5 Tage in Formalin fixiert wurde, ist zur Färbung nicht mehr geeignet.



Differenzierung von Tuberkel- und Lepra-Bazillen



Notwendige Lösungen:
   A. Anilinwasser-Gentianaviolett
   B. Salpetersäure-Alkohol 10 %ig
   C. Fuchsin konz. wässrig
   D. Salzsäure-Alkohol 3 %ig
   E. Malachitgrün                             1 g
       Wasser dest.                           100 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in der Hitze.
2. Färben mit Lösung A, 5 Minuten.
3. Entfärben mit Lösung B.
4. Spülen mit Wasser.
5. Aufgeben von Lösung C.
6. Erhitzen bis zum Blasenspringen.
7. Spülen mit Wasser.
8. Entfärben mit Lösung D.
9. Spülen mit Wasser.
10. Gegenfärben mit Lösung E, 10 - 15 Sekunden.
11. Spülen mit Wasser, trocknen, einschließen in neutralem Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Leprabazillen:       tiefviolett
         Tuberkelbazillen:   rubinrot Zellanteile und sonstige Bazillen:   grün
Lit.:  Cardelus-Dalfó, C. (1959), Laboratorio (Granada) 27, 531 - 533.        
Ref.: Z. wiss. Mikrosk., Bd. 64, H. 6 : 380 (1960).



Bacillus leprae
(Leprabazillen)



Färbung nach Rüdel (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
A. Carbolfuchsin                                                                               1 Teil
    Wasser dest.                                                                                1 Teil
B. Schwefelsäure 2,5 %ig                                                            
C. Löfflers Methylenblau                                                                    1 Teil
    Wasser dest.                                                                          2 - 3 Teile

Färbevorschrift:

1. Färben der fixierten Ausstriche mit Lösung A unter Erhitzen bis zum Blasenspringen.
2. Mehrmaliges Spülen mit Lösung B.
3. Spülen mit Wasser.
4. Gegenfärben mit Lösung C einige Sekunden bis höchstens 1 Minute.
5. Abspülen mit Wasser.
6. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Leprabazillen:      rot
         Untergrund:        blau
         Tuberkelbazillen: ungefärbt

Färbung nach Unna (Schnittpräparate)

Notwendige Lösungen:

1. Thymen-Victoriablau
2. Kochsalzlösung 25 %ig
3. Pyronin G 1 %ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Celloidinschnitte färben in Lösung A, 12 Stunden.
2. Spülen in Wasser.
3. Übertragen in Lösung B, 2 Minuten.
4. Spülen in Wasser.
5. Einlegen in absoluten Alkohol bis Zur Entfärbung.
6. Spülen in Wasser.
7. Gegenfärben mit Lösung C, 5 Minuten.
8. Spülen in Wasser.
9. Entwässern in Alkohol.
10. Aufhellen in Bergamottöl, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Bazillen:             dunkelblau
         
          Protoplasma, speziell Granoplasma sowie Kerne, Keratohyalin und 
          Hornschicht:       dunkelrot



Micrococcus gonorrhoeae
(Gonokokken)



Färbung nach Schlirf (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Schlirf-Lösung A
   B. Lugolsche Lösung
   C. Schlirf-Lösung B


Färbevorschrift:

1. Färben der fixierten Ausstriche in Lösung A, 1 Minute.
2. Spülen mit Wasser, trocknen zwischen Fließpapier.
3. Beizen mit Lösung B, 1 Minute.
4. Differenzieren in Alkohol, indem zunächst die Lösung B vom Präparat ge spült und dann unter Umschwenken weiterer Alkohol aufgetropft wird, bis keine Farbwolken mehr abgehen, Dauer etwa 30 Sekunden.
5. Nachfärben mit Lösung C, 2 Minuten.
6. Spülen in Wasser.
7. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Gonokokken:               tiefrosa
         Gramnegative Flora:    schwach gefärbt

Färbung nach Unna-Pappenheim (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Methylgrün-Pyronin, Unna-Pappenheim

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene Ausstriche fixieren in Methylalkohol.
2. Färben in Lösung A, 3 - 5 Minuten.
3. Spülen mit Wasser.
4. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Gonokokken:       rot
         Kerne:                blaugrün

Färbung nach Jensen (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Methylviolett 6 B 0,5 %ig wässrig
   B. Jodjodkaliumlösung, Lugol
   C. Neutralrot                                                          0,5 g
       Wasser dest.                                                     500 ccm
       Essigsäure 1 %ig                                                  1 ccm

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene Präparate einmal durch die Flamme ziehen (Ausstrich nach oben), abkühlen lassen.
2. Färben mit Lösung A, 15 - 30 Sekunden.
3. Spülen mit Lösung B.
4. Spülen mit Alkohol.
5. Aufgießen von neuem absolutem Alkohol, das Aufgießen muss außerhalb des Ausstriches  vom  Rande des  Objektträgers  aus  erfolgen und wird wiederholt, bis die Entfärbung vollendet ist.
6. Nachfärben mit Lösung C, 15 - 30 Sekunden.
7. Spülen mit Wasser.
8. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Gonokokken:   hellrot Andere Kokken und Bakterien:   dunkelviolett

Färbung nach Wahl (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Wahlsche Lösung

Färbevorschrift:

1. Färben der fixierten Ausstriche in Lösung A, 5 - 15 Sekunden
2. Kurz spülen in Wasser
3. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
         Gonokokken:               rötlich violett bis schwarz
         Kerne der Leukocyten: blassbläulichgrün bis hellgrün
         Plasma:                      hellgelb oder farblos, an dicken Stellen hellgrün
         Epithelien:                  gelblich-grün

Färbung nach Unna-Pappenheim (Schnittpräparate)

Notwendige Lösung:
A.  Carbol-Methylgrün-Pyronin-Lösung

Färbevorschrift:

1. Färben der nicht aufgeklebten Schnitte mit Lösung A, 5 - 10 Minuten in Reagensgläsern, die in Wasser von 30 - 40° C gestellt werden.
2. Rasch abkühlen durch Einstellen in kaltes Wasser.
3. Waschen in Wasser, bis das zuerst grünliche Wasser blaurötlich wird.
4. Schnitte aufkleben.
5. Leicht trocknen mit Fließpapier.
6. Eintauchen in Alkohol, bis keine rote Farbe mehr abgeht.
7. Aufhellen in Xylol 30 Sekunden, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:

Gonokokken:	leuchtend rot
Kerne:	blassgrün
Protoplasma:	schwach rosa

Fluoreszenzmethode nach Haitinger und Schwertner (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Acridingelb 0,2 %ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Hitzefixierte Präparate färben in Lösung A, 5 Minuten.
2. Spülen mit Wasser, trocknen.

Färbeergebnis:
Kerne der Eiterkörperchen:   grünlichgelb
Plasma der Eiterkörperchen: dunkelgrün
Gonokokken:                       intensiv goldgelb
Untergrund:                        dunkelblau

Actinomyces
(Strahlenpilz)



Färbung nach Babes (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:

1. Anilinwassergentianaviolett
2. Safranin in Anilinwasser, analog dem Anilinwassergentianaviolett
3. Jodjodkaliumlösung, Gram

Färbevorschrift:

1. 1. Färben der fixierten Ausstriche in Lösung A, 5 Minuten.
   2. Übertragen in Lösung B, 10 Stunden.
   3. Einlegen in Lösung C, 1 Minute.
   4. Differenzieren in absolutem Alkohol.
   5. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Fäden:                blauviolett
         Kolbige Enden:    gelbrot

Färbung nach Weigert (Schnittpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Bismarckbraun-Lösung
   B. Anilinwassergentianaviolet
   C. Jodjodkaüumlösung, Gram
   D. Anilin
   E. Säurefuchsin 0,2 %ig wässrig
Färbevorschrift:

1. Vorfärben der Paraffinschnitte in Lösung A.
2. Kurz spülen in Wasser.
3. Färben in Lösung B, 5 Minuten.
4. Spülen in Wasser, trocknen mit Fließpapier.
5. Übertragen in Lösung C, 1 - 3 Minuten.
6. Trocknen mit Fließpapier.
7. Entfärben mit Lösung D, bis keine Farbe mehr abgeht.
8. Einlegen in Alkohol, 2 - 5 Minuten.
9. Gegenfärben mit Lösung E, 3 Minuten.
10. Abspülen in Wasser, 2 Minuten.
11. Entwässern in Alkohol.
12. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Mycel:        dunkelblau
         Kolben:      fuchsinrot
         Kerne:        braun

Wirtz, Sporen-Färbung

Notwendige Lösungen:
   A. Malachitgrün                                                                   5  g
       Wasser dest.                                                                  95 ccm
   B. Safranin O                                                                     0,5 g
       Wasser dest.                                                                100 ccm
Färbevorschrift:

1. Fixieren der Ausstriche in der Hitze.
2. Färben mit Lösung A, 30 - 60 Sekunden.
3. Erhitzen bis zur Blasenbildung.
4. Auswaschen des Farbüberschusses unter fließendem Wasser, 30 Sekunden
5. Färben in Lösung B, 30 Sekunden.
6. Waschen unter fließendem Wasser.
7. Trocknen (Fließpapier).

Färbeergebnis:
               Sporen: grün
               Zellen:    rot
Lit.: Wirtz, R. (1908), Centbl. Bakt., I. Abt., Orig., 46, 727 - 728



Sporenfärbung nach Rakette

 

Notwendige Lösungen:
A. Malachitgrün	5,0  g
Wasser dest.	95 ccm
B. Eosin wasserlöslich gelblich	2,5  g
Wasser dest.	100 ccm

Färbevorschrift:

1. Hitzefixierung.
2. Bedecken mit Lösung A, 20 Sekunden aufkochen, weitere 30 Sekunden einwirken lassen.
3. Spülen in Wasser.
4. Gegenfärben mit Lösung B, 1 Minute.
5. Spülen mit Wasser, trocknen, einschließen in neutralem Balsam oder Malinol

 
Färbeergebnis:
         Sporen:            grün
         Bakterienleib:    rosa-rot

Sporenfärbung nach Möller (Darstellung der Tetanusbazillen-Sporen)

Notwendige Lösungen:
   A. Chromsäurelösung 5 %ig
   B. Carbolfuchsin
   C. Schwefelsäure 5 %ig
   D. Methylenblaulösung wässrig
Färbevorschrift:

1. Fixierte Ausstriche  werden  zunächst  2  Minuten  mit  Chloroform über gossen,  um  etwaige  Fettröpfchen,  die  nach   der  Färbung  Sporen  vor täuschen .könnten, zu entfernen.
2. Abspülen mit Wasser.
3. Einlegen in Lösung A, 2 Minuten.
4. Abspülen mit Wasser.
5. Färben mit Lösung B, 1 Minute.
6. Differenzieren in Lösung C.
7. Abspülen mit Wasser.
8. Gegenfärben mit Lösung D, 30 Sekunden.
9. Abspülen mit Wasser dest.
10. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Sporen: rot Bazillen: blau



b) Tierische Parasiten Spirochaeta pallida
(Syphilisspirochaeten)



Färbung nach Keil (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Astraviolett 2 %ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene Ausstriche auf sorgfältig gereinigten Objektträgern bedecken mit Lösung A, 3 - 5 Minuten.
2. Vorsichtig Erwärmen.
3. Spülen mit Wasser, trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Pallidaspirochaeten: rot-violett
Anm.: Durch Vermeiden jeder Reizung, wie Fixation, wird die weitestgehende Erhaltung der charakteristischen Form der Spirochaeta pallida erreicht.

Färbung nach Becker (Ausstrichpräparate)
 

Notwendige Lösungen:
A. Rugesche Lösung:   Formalin	20 ccm
Eisessig	1 ccm
Wasser	100 ccm
B. Tannin	10 g
Carbolsäure	1 g
Wasser                                                                                  C. Carbolfuchsin, Ziehl-Neelsen	100 ccm

 
Färbevorschrift:

1. Dünne lufttrockene Ausstriche von Reizserum fixieren in Lösung A, unter 2 - 3 maligem Wechsel für die Dauer von 1 Minute.
2. Spülen in Wasser, 10 Sekunden.
3. Beizen in Lösung B unter Erwärmen (nicht über 50° C) 30 Sekunden
4. Spülen in Wasser, 30 Sekunden.
5. Färben in Lösung C unter leichtem Erwärmen, 30 - 45 Sekunden
6. Abspülen mit Wasser.
7. Trocknen, einschließen in neutralem Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Spirochaeta pallida und RekurrenZspirochaeten: intensiv rot
Anm.: Die steilen Windungen der Pallidaspirochaeten bleiben gut erhalten.

Negativdarstellung nach Burri

Notwendige Lösung:
A. Burri-Tusche

Färbevorschrift:

1. Einen Tropfen Reizserum oder einen Tropfen des von der Schnittfläche eines Organes abgestreiften  Saftes  auf einem  Objektträger mit einem Tropfen dest. Wasser und einem Tropfen Burri-Tusche verreiben.
2. Gemisch mit dem Rande eines Objektträgers oder Deckgläschens in dünner Schicht möglichst gleichmäßig ausstreichen.
3. An der Luft trocknen lassen, etwa 30 - 60 Sekunden.
4. Mit Ölimmersion untersuchen.

Färbeergebnis:
Die Spirochaeten heben sich ungefärbt von dem gleichmäßig braun gefärbten Untergrund ab.



Negativdarstellung nach Eisenberg





Notwendige Lösung:
A.  Cyanochin Eisenberg)

Färbevorschrift:

1. Einen Tropfen Untersuchungsmaterial mit einem Tropfen Lösung A auf einem Objektträger möglichst gleichmäßig verreiben und in dünner Schicht ausstreichen.
2. An der Luft trocknen lassen.
3. Mit Ölimmersion untersuchen.

Färbeergebnis:
Die Spirochaeten heben sich als gestochen scharfe, farblose oder höchstens schwach rosa gefärbte Spiralen von dem blau-violetten Untergrund ab.





Malariaplasmodien





Färbung nach Manson (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Borax-Methylenblau, Manson
(Vor Gebrauch mit Wasser 1 : 40 verdünnen.)

Färbevorschrift:

1. Fixieren der lufttrockenen, möglichst dünnen Ausstriche mit Methylalkohol, 5 Minuten.
2. Färben mit Lösung A, 10 - 15 Sekunden.
3. Spülen mit Wasser,  bis  das  Präparat einen grünlichblauen Farbton angenommen hat.
4. Trocknen mit Fließpapier.
5. Sofort untersuchen mit Ölimmersion oder einschließen in neutralem Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
          Erythrocyten:                      grünlich
          Leukocyten und Parasiten:    intensiv blau

Färbung mit Azur-Eosin (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin-Lösung Giemsa

Färbevorschrift:

1. Fixieren der lufttrockenen, sehr dünnen Ausstriche in Methylalkohol, 2 - 3 Minuten oder Alkohol absolut. 15 - 20 Minuten.
2. Abtupfen mit Fließpapier.
3. Färben mit Lösung A (10 Tropfen auf 10 ccm absolut neutrales Wasser) 30 - 40 Minuten.
4. Gut spülen mit Wasser.
5. Trocknen zwischen Fließpapier.
6. Einschließen in neutralem Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Chromatin der Parasiten und Schüffnersche Tüpfelung: leuchtend rot
Protoplasma der Parasiten:                                         blau
Leukocytenkerne:                                                      violett-rotviolett
Erythrocyten:                                                            rosa-braunrot
Anm.: Bei älteren Präparaten gelingt diese Methode nur, wenn die Präparate absolut trocken aufbewahrt wurden.
    Zur Darstellung der Maurerfleckung und Schüffnerschen Tüpfelung ist es vorteilhaft, dem zur Verdünnung der Farblösung verwendeten Wasser einen Tropfen 0,1%iger    
Kalium-Carbonatlösung zuzusetzen.

Färbung alter Trockenausstriche nach Giemsa (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Azur-Eosin-Lösung
   B. Pufferlösung nach Weise
   C. Natriumcarbonatlösung 1 %ig wässrig
   D. Natriumphosphat (NaH₂PO₄ • 2 H₂O) 0,1% ig wässrig
   E. Eosin 0,1%ig wässrig
Färbevorschrift:
Da die Präparate bereits durch den langen Aufenthalt über Chlorkalzium hinreichend fixiert sind, sofort

1. Färben in verdünnter Azur-Eosin-Lösung (10 Tropfen Lösung A auf 10 ccm Lösung B und 1 Tropfen Lösung C) 45 Minuten.
2. Kräftig abspritzen mit Wasser.
3. Differenzieren in Lösung D, der vor Gebrauch auf je 10 ccm 2—3 Tropfen Lösung E zugesetzt wird. Die Einwirkungsdauer beträgt 1 - 4 Minuten.

Die Differenzierung ist beendet, wenn der blaue Farbton des Ausstriches in rötlich-braun übergegangen ist. Ein reiner Eosinton zeigt Überdifferenzierung an und ist zu vermeiden.

4. Abspülen mit Wasser.
5. Trocknen, einschließen in neutralem Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Chromatin der Parasiten:    leuchtend rot
Protoplasma der Parasiten: blau
Leukocytenkerne:              violett-rotviolett
Erythrocyten:                    rosa-braunrot

Färbung nach Schilling (Ausstrichpräparate)
Methode des dicken Bluttropfens, zum Nachweis spärlicher Parasiten.

Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin-Lösung

Färbevorschrift:

1. Auf einem gründlich gereinigten Objektträger lässt man einen dicken Tropfen Blut an der Luft trocknen, 1 - 2 Stunden.
2. Nicht fixiertes Präparat übergießen mit Lösung A (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm Wasser dest.).
3. In horizontaler Lage Auftreten von  gelben Haemoglobinwolken nach 2 - 3 Minuten.
4. Frische verdünnte Lösung A von einer Seite aus zugießen und alte Lösung dadurch abschwemmen. Nun färben 30 - 60 Minuten.
5. Abspülen mit Wasser, trocknen durch Senkrechtstellen des Objektträgers (kein Fließpapier).
6. Untersuchen mit Ölimmersion.

Färbeergebnis:
Die Parasiten sind durch die langsame Eintrocknung etwas entstellt, die Färbung entspricht sonst aber völlig dem bekannten Bild der Azur-Eosin-Färbung.
Zu beachten ist, dass die Blutplättchen infolge ihrer basophilen Grundsubstanz und mit ihren azurophilen blassrötlichen Zerfallskörnchen für den Ungeübten Parasiten vortäuschen können.

Färbung mit Azur-Eosin (Schnittpräparate)

Notwendige Lösungen:

1. Azur-Eosin-Lösung, Giemsa
2. Essigsäure 0,5 %ig

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Alkohol absolut., einbetten in Paraffin.
2. Herstellen sehr dünner Schnitte.
3. Färben mit Lösung A (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm Wasser dest.) in zugedeckter Schale 20 - 24 Stunden.
4. Abspülen mit Wasser.
5. Differenzieren mit Lösung B, bis der Schnitt rötlich erscheint.
6. Auswaschen in Wasser, trocknen zwischen Fließpapier.
7. Differenzieren in absolutem Alkohol, bis der Schnitt blassblau erscheint.
8. Abtrocknen, aufhellen inXylol, einschließen in Balsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Malariaplasmodien:                      blassblau
         Chromatin der Malariaplasmodien:leuchtend rot
         Erythrocyten:                               rosa
Dysenterieamoeben

Färbung nach Jäger (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Sublimatlösung 1 %ig                                                         100 ccm
       Alkohol absolut                                                                     50 ccm
       Eisessig                                                                             3 Tropfen
   B. Jodjodkaliumlösung
   C. Haemalaun, sauer
   D. Eosin 0,1% ig wässrig
Färbevorschrift:

1. Fixieren der feuchten Ausstriche in Lösung A, 12 Minuten.
2. Einlegen in 70 %igen Alkohol, dem Lösung B bis zur blassgelben Färbung.zugesetzt ist, 10 - 15 Minuten.
3. Abspülen mit Wasser.
4. Färben in Lösung C, 10 Minuten.
5. Abspülen mit Leitungswasser, bis ein blauer Farbton hervortritt.
6. Nachfärben mit Lösung D, 1 - 2 Minuten.
7. Entwässern in Alkohol, übertragen in Xylol.
8. Einschließen in neutralem Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Kerne der Amöben:      rot
          Übrige Zellen:             blau

Färbung nach Jäger (Schnittpräparate)

Notwendige Lösungen:
   A. Sublimatlösung 1 %ig                                                             100 ccm
       Alkohol absolut                                                                        50 ccm
       Eisessig                                                                                3 Tropfen
   B. Jodjodkaliumlösung
   C. Haemalaun, sauer
   D. Safranin 0,1 %ig wässrig
Färbevorschrift:

1. Fixieren des Materials möglichst rasch nach dem Tode in Lösung A, 1 Stunde oder länger.
2. Abspülen mit Wasser
3. Behandeln mit Alkohol 70% ig, dem soviel Lösung B zugesetzt wird, bis eine blassgelbe Tönung auftritt.
4. Einbetten in Paraffin, aufkleben, entparaffinieren.
5. Färben mit Lösung C, 10 - 15 Minuten.
6. Abspülen mit Wasser, bis ein blauer Farbton hervortritt.
7. Nachfärben mit Lösung D, 2 - 3  Minuten.
8. Entwässern in Alkohol, aufhellen in Xylol.
9. Einbetten in neutralem Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
          Kerne der Amöben      safraninrot
          Übrige Zellen:             blau



Trichomonas vaginalis
(Trichomonaden)



Notwendige Lösungen:

1. Physiologische Kochsalzlösung
2. Brillantcresylblau-Lösung nach Bender-Hettche

Färbevorschrift:

1. Ein Teil Trichomonadeneiter mit drei Teilen Lösung A verreiben.
2. Eine Öse mit einem Durchmesser von 4 - 6 mm des aufgeschwemmten.Eiters  auf ein Deckglas bringen und dahinein einen Tropfen der verdünnten Lösung B verreiben.
3. Präparat mit mittelstarkem Trockensystem untersuchen.

Färbeergebnis:
          Leukocyten, Epithelien, Lymphocyten:   blau
          Kerne:                                                tiefblau
          Trichomonaden:                                  ungefärbt

c) Filtrierbare Infektionserreger       
Lyssa (Tollwut, Hundswut)



Färbung nach Gerlach (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Carbolfuchsin, Ziehl-Neelsen                                                   3 ccm
    Methylenblau nach Löffler                                                       6 ccm
    Wasser dest.                                                                        50 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren der lufttrockenen Ausstriche in Methylalkohol.
2. Spülen mit Wasser.
3. Anhaftende Wasserreste abschwenken (nicht abtrocknen).
4. Lösung A auftropfen, bis Zur Dampfbildung erhitzen.
5. Präparat in der warmen Farblösung hin und her bewegen.
6. Farblösung abgießen, Färbung noch zweimal mit neuer Farblösung wiederholen.
7. Abspülen mit Wasser.
8. Trocknen, Deckglas auflegen.

Färbeergebnis:
         Ganglienzellen:            blau
         Negrische Körperchen: rot mit blauer Innenstruktur
         Erythrocyten:              ungefärbt oder blassrot

Färbung nach Mann-Bohne (Schnittpräparate)

Notwendige Lösungen:

1. Eosin-Methylblau nach Mann
2. Alkohol absolut                                                                     30 ccm

         Natronlauge 1 %ig alkoholisch                                            5 Tropfen

3. Wasser dest.                                                                         30 ccm

         Essigsäure                                                                         1 Tropfen



Färbevorschrift:
Fixieren möglichst dünner Schnitte aus dem Ammonshorn in Alkohol bei 37° C, 30 - 40 Minuten.
Einbetten in Paraffin (Schnelleinbettung).

3. Schneiden, aufkleben, entparaffinieren.
4. Färben in Lösung A, 30 - 240 Sekunden.
5. Kurz abspülen in Wasser.
6. Abspülen in absolutem Alkohol.
7. Einlegen in Lösung B, 15 - 20 Sekunden.
8. Kurz abspülen in Alkohol.
9. Abspülen in Wasser, 1 Minute 10. Einlegen in Lösung C, 1 - 2 Minuten.

11. Entwässern in Alkohol.
12. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Negrische Körperchen:        rot
          Gewebe:                            blau



Variola (Pocken)



Der Erreger selbst ist unbekannt. Impft man von einer Pockenpustel mit einem feinen Schnitt die Cornea eines Kaninchens, so macht sich nach 2 Tagen eine weißliche Trübung bemerkbar und bei der mikroskopischen Untersuchung findet man in den Hornhautepithelien runde Gebilde, die Guarnierischen Körperchen. Dieselben Gebilde finden sich auch nach Impfung der Hornhaut mit Vaccine-lymphe, nicht aber nach der Impfung mit dem Inhalt der
Varicellenbläschen. Die Guarnierischen Körperchen sind für Variola spezifisch. Paschen gelang in der Pockenpustel der Nachweis überaus kleiner runder Körperchen = Paschen'sche Elementarkörperchen.

Färbung nach Paschen (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Löffler's Geißelbeize
2. Carbolfuchsin

Färbevorschrift:

1. Variolapustel  mit  Deckglas  anritzen,  austretenden  Gewebesaft  mit  der Kante eines Deckglases unter leichtem Druck aufnehmen und nach Art eines Blutausstriches auf einem Objektträger ausstreichen.
2. Vollständig an der Luft trocknen lassen, Dauer etwa 12 - 24 Stunden.
3. Fixieren in Alkohol absolut, 1 - 10 Stunden oder in Methylalkohol 5 - 10 Min.
4. Beizen in A 3 Minuten unter Erwärmen, bis eben Dämpfe aufsteigen.
5. Abspülen in Wasser.
6. Färben in B unter Erwärmen für 2 - 4 Minuten.
7. Abspülen in Wasser, trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Elementarkörperchen dunkelrot gefärbt auf hellrotem Grunde.
Anm.: Die Methode nach Paschen eignet sich für Kinderlymphe, Variolapustelinhalt und Klatschpräparate der infizierten Kaninchenhornhaut.

Färbung nach Sorgenfrei (Schnittpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Chromosmiumessigsäure nach Flemming.
2. Haematoxylinlösung Ehrlich, von der zum Gebrauch 1 Teil mit 19 Teilen 2 %igerKaliumalaunlösung verdünnt wird.
3. Ein Gemisch aus gleichen Teilen Safranin-Anilin-Lösung und 1 g Safranin O in 100 mlAlkohol absolut, und 50 ml Wasser gelöst.
4. Tannin-Pikrinsäure = Tannin 25 g, Pikrinsäure 0,1 g, dest. Wasser 100 ml.

Abschaben eines kleinen Fetzens verdickten Hornhautcpithels von der mit 5%iger Cocainlösung unempfindlich gemachten Hornhaut.
Fetzen in  einem Tropfen 1 %iger Essigsäure schnell unter Präpariermikroskop oder Präparierlupe zerzupfen, bis kleinste, dünnste, nur aus 2 - 3 Zellagen zusammengesetzte Epithelhaufen entstehen.

3. Essigsäure mit Fließpapier vorsichtig absaugen.
4. Fixieren in A für 15 Minuten.
5. Aus waschen in fließendem Wasser für 10 Minuten.
6. Färben in B für 15 Minuten.
7. 10 - 15 Minuten auswaschen in Wasser.
8. Nachfärben in C für 30 Sekunden.
9. 10 - 15 Minuten beizen und differenzieren in D.
10. Abspülen in Alkohol, bis ein Umschlag nach Violett erfolgt
11. Aufhellen in Xylol, einschließen in Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
Die Guarnierischen Körperchen sind blauviolett gefärbt und heben sich deutlich von der safraninroten Umgebung ab.

Färbung nach Heidenhain-van Gieson (Schnittpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. Haematoxylin, Heidenhain I   (= Eisensalz)
2. Haematoxylin, Heidenhain II (= Haematoxylin)
3. van Gieson's-Lösung

Färbevorschrift:

1. Hornhautfetzen, wie vorstehend präpariert, fixieren in Chromosmiumessigsäure nach Flemming (30202) 15 Minuten.
2. Abspülen in Wasser für 10 - 15 Minuten.
3. Färben in B, mit der gleichen Menge dest. Wasser verdünnt für 24 Stunden.
4. Abspülen in Wasser.
5. Differenzieren in A unter Kontrolle mit dem Mikroskop, bis Zcllsubstanzen hell erscheinen.
6. Abspülen in Wasser.
7. 3 - 5 Minuten färben in C.
8. Kurz abspülen in Wasser, etwa 30 Sekunden.
9. Entwässern in Alkohol, aufhellen in Xylol.
10. Einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Guarnierische Körperchen blauschwarz, Kerne hellbraun, Centrosomen rotbraun, Protoplasma gelb, Bindegewebe rot, Leukocyten dunkelbraun gefärbt.



Fleckfieber
(Rikettsia Prowazeki)



Die von Riketts und v. Prowazeki im Darm von Kleiderläusen gefundenen kleinsten bakterienartigen Gebilde finden sich nur in mit Fleckfieberblut infizierten Kleiderläusen. Ob sie die Erreger des Fleckfiebers sind, ist noch nicht entschieden, doch ist ihr Nachweis von diagnostischer Bedeutung.

Färbung nach Castaneda (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:

1. 23,86 g Dinatriumphosphat werden in 1 Liter dest. Wasser gelöst.
2. 11,34 g Monokaliumphosphat werden in 1 Liter dest. Wasser gelöst.
3. Pufferlösung = 88 ml A gemischt mit 12 ml B.
4. Methylenblaulösung nach Löffler.
5. 0,5 %ige Lösung von Safranin O in dest. Wasser.

Lufttrockene Ausstriche von verdächtigen Kleiderläusen 5 Minuten fixieren in Methylalkohol.
Färben in einem Gemisch aus: 20 ml Pufferlösung C
1 ml Formalin 40 %ig
3 Tropfen D für die Dauer von 2 - 3 Minuten.

3. Abspülen in Wasser für 30 Sekunden.
4. Gegenfärben in E für 1 - 2 Minuten.
5. Kurz abspülen in dest. Wasser.
6. Trocknen und einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Rikettsien blau, Zellen blassrosa, Kerne rot gefärbt.

Färbung nach Giemsa (Schnittpräparate)

In Schnittpräparaten finden sich die Rikettsien besonders im Magen der Läuse. Zur Färbung dient die Azur-Eosin-Lösung nach Giemsa nach der unter Malariaplasmodien für Schnittpräparate angegebenen Vorschrift. Die Rikettsien färben sich dabei blass-rubinrot.



Papageienkrankheit (Psittakose)



Der Erreger der Psittakose ist noch nicht bekannt. Der Nachweis im menschlichen Material von Patienten gelingt meist sehr schlecht. Üblich ist die intraperitoneale Impfung von Mäusen mit einer Emulsion aus infektiösem Material. Die Mäuse sind nach etwa 3 Wochen zu töten, falls sie nicht von selbst sterben, da auch stumme Infektionen vorkommen. Zwischen den Darmschlingen im Abdomen sowie auf dem Peritoneum parietale und viscerale der infizierten Tiere findet sich reichlich stark fadenziehendes Exsudat, das zur Untersuchung verwendet wird. Nachgewiesen werden die sogenannten LevinthaPschen Körperchen, die für Psittakose charakteristisch sind. Sie finden sich immer in großen vakuolisierten Peritonealepithclien und Zum Teil in Leukocyten in dichten Haufen und Streifen eingeschlossen, zum Teil auch frei außerhalb der Zellen.

Färbung nach Castaneda (Ausstrichpräparate)

Erforderliche Lösungen:
Gebraucht werden die unter Fleckfieber angegebenen Lösungen A, B, C, D, E.

Färbevorschrift:

   1. Lufttrockene Exsudat-Ausstriche fixieren in Methylalkohol für 5 Minuten
   2. Färben in einem Gemisch aus: 95 ml Pufferlösung C
       5 ml Formalin 40 %
       10 ml Löffler's Methylenblau für 3 - 4 Minuten.
   3. Kurz abspülen in dest. Wasser, etwa 30 Sekunden.
   4. Gegenfärben in Safraninlösung E für 2 Sekunden.
   5. Abspülen in dest. Wasser.
   6. Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
Die Levinthal‘schen Körperchen erscheinen als feine zartblaue, kokkoide Gebilde, die Zellen sind rosa gefärbt.
Anm.: Da die Infektionsgefahr sehr groß ist, dürfen Untersuchungen auf Psittakose nur unter größten Vorsichtsmaßregeln und nur an dafür besonders eingerichteten Instituten vorgenommen werden.
Lit.: Harald Mohs, Zbl. Bakter. I Orig., Bd. 136, H 1/2 (1936).

Virusfärbung



Färbung nach Herzberg (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A. Victoriablau-Lösung nach Herzberg
    (vor Gebrauch stets frisch filtrieren)

Färbevorschrift:
Virusausstriche bei Seuchenuntersuchungen dreimal durch die Flamme ziehen, sonst
24 Stunden an der Luft trocknen lassen. Klatschpräparate sollen nicht älter als 10 -15 Tage sein.

1. Färben in Lösung A, 3 - 10 Minuten.
2. Spülen in Wasser dest. unter leichtem Bewegen, 30 Sekunden.
3. Erneut spülen mit dest. Wasser.
4. Trocknen, untersuchen mit Ölimmersion.

Färbeergebnis:
         Elementarkörperchen je nach Art: hell-, dunkel- bis schwarzblau
Anm.: Durch Zusatz von 0,25 ccm gesättigter Zitronensäurelösung zu 5 ccm frisch filtrierter Farblösung kann die Färbekraft verstärkt werden.

Fluoreszenzmethode nach Hagemann (Ausstrichpräparate)

Notwendige Lösung:
A.  Primulin                                                                               0,1 g
     Wasser dest.                                                                       100 ccm
     Carbolsäure flüssig                                                                  2 ccm

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene, möglichst dünne Ausstriche färben mit Lösung A, 15 Sekunden
2. Abspülen mit Wasser, trocknen

Färbeergebnis:
          Viruskörperchen:        weiß bis bläulichweiß fluoreszierend
          Untergrund:               dunkel-violett
Anm.: Für den Menschen hochinfektiöses Material kann vor der Färbung durch Fixierung    abgetötet werden, ohne die Färbung zu beeinflussen. Hierzu eignet sich dreimaliges    Durchziehen der lufttrockenen Ausstriche durch die Flamme, ferner Behandeln mit    Äthylalkohol 96% ig oder Formalin 4% ig für 5 - 10 Minuten. Die schönsten Bilder    werden jedoch bei Färbung unvorbehandelter Präparate erhalten.

C. Zoologie

Eisenhaematoxylin-Duropicrofuchsin
           Gewebefärbung



Notwendige Lösungen:

   A. Eisenhaematoxylin Weigert A und B
        (vor Gebrauch 1:1 zu mischen)
   B. Duropicrofuchsin                                                                    1,25 g
       Wasser dest.                                                                      100 ccm
 
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Bouin oder Helly, einbetten in Paraffin.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe einlegen in Wasser.
3. Färben in Lösung A, 2 Minuten.
4. Waschen mit fließendem Wasser, 10 Minuten.
5. Färben mit Lösung B, 3 - 5 Minuten.
6. Abspülen mit Wasser.
7. Entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Kerne:                dunkelbraun
          Bindegewebe:     leuchtend rot
         Muskelgewebe:    gelb
Lit.:  Weigert, K. (1904), Ztschr. f. wiss. Mikr., 21 : 1



Haematoxylin-Säurefuchsin-Tuchechtgelb
Gewebe-Färbung



Notwendige Lösungen:

   A. Eisenhaematoxylin Weigert A und
       (vor Gebrauch 1:1 zu mischen)
   B. Essigsäure 1 %ig wässrig
   C. Säurefuchsin-Tuchechtgelb                                                        1,5 g
       Wasser dest.                                                                             90 ccm
         Eisessig                                                                                12 Tropfen
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Formalin, Zenkcr, Helly oder Bouin, einbetten, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe einbringen in Wasser.
2. Übertragen und färben in Lösung A, 3 - 5 Minuten.
3. Spülen in Wasser.
4. Differenzieren mit Lösung B.
5. Waschen in fließendem Wasser, 10 Minuten.
6. Färben in Lösung C, 5 Minuten.
7. Spülen mit Wasser.
8. Differenzieren mit Lösung B.
9. Abwischen der Unterfläche und freien Oberfläche des Objektträgers mit Filtrierpapier.
10. Übertragen in absoluten Alkohol, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Kerne:               dunkelbraun
          Muskelgewebe:   rot
          Bindegewebe:     gelb
Lit.: Wallart, J. & Houette, Ch. (1934), Bull. Hist.appl., 12 B. 254 - 256.55



Aldehydfuchsin-Dreifachfärbung     
Elastische Fasern, Mucin, Collagen-Fasern



Notwendige Lösungen:
    A. Aldehydfuchsin-Gebrauchslösung: = Aldehydfuchsin-Stammlösung 

(0,75 g Aldehydfuchsin in 70 %igem Alkohol)	25 ccm
Alkohol 70 %ig	75 ccm
Eisessig	1 ccm
B. Pontacylbiauschwarz SX	0,6 g
Kaliumdichromat	0,4 g
Wasser dest.	80 ccm
C. Echtgelb	2,0 g
Alkohol 95 %ig	100 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Bouin, Zenker oder Formalin.
2. Entparaffinieren und einlegen in 70 %igem Alkohol.
3. Färben in Lösung A, 30 Minuten.
4. Waschen in 70 %igem Alkohol, übertragen in Wasser.
5. Färben in Lösung B, 15 Minuten.
6. Waschen in Wasser.
7. Differenzieren in 70 %igem Alkohol (bis keine Farbabscheidung mehr erfolgt).
8. Färben in Lösung C, 5 Minuten.
9. Waschen in 95 %igem Alkohol.
10. Entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:

Elastische Fasern:	dunkelrot
Collagene-Fasern:	leuchtend gelb
Mucin:	rötlich purpur
Kerne:	blaugrün
Cytoplasma:	gelb bis grün

Lit.:   Green, J. A.; Wood, M. L. (1959), Stain Tech., 6 : 313



AZANFÄRBUNG nach Heidenhain-Geidies
Bindegewebe



Notwendige Lösungen:
A. Kernechtrot-Aluminiumsulfat                                                    5,2 g
    Wasser dest.                                                                            95 ccm
B. Phosphorwolframsäure                                                            5,0 g
    Wasser dest.                                                                            95 ccm
C. Anilinblau-Orange-Eisessig

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Carnoy, Bouin oder Held.
2. Färben der entparaffinierten Schnitte in Lösung A, 30 Minuten.
3. Spülen mit Wasser.
4. Beizen mit Lösung B, 10 - 15 Minuten.
5. Spülen mit Wasser.
6. Färben mit Lösung C, 5 - 10 Minuten.
7. Spülen mit Wasser.
8. Differenzieren und Entwässern mit Isopropylalkohol (Mikroskopkontrolle).
9. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Kerne:                                rot
         Collagenes Bindegewebe:     blau
         Erythrocyten:                      orange
         Gliafasern:                          rot
         Protoplasma, Muskulatur:     rotorange
Lit.: Geidies, H. (1954), Mikrokosmos 10 : 239



Kernechtrubin
Bindegewebe



Dieser neu entwickelte Farbstoff entspricht in der Einfachheit seiner Anwendung und der Lichtechtheit dem vorstehend erwähnten Kernechtrot, er färbt aber die Kerne intensiver rot, etwa im Farbton des früher verwendeten Azokarmins.

Erforderliche Lösungen:

   A. Kernechtrubin 0,1 g ohne Erwärmen  in 100 ml dest. Wasserlösen und 1 ml Eisessig zufügen. Die Lösung ist unbegrenzt haltbar.
   B. Anilinblau-Orange nach Halmi-Konecny =
      0,1 g Anilinblau
     0,3 g Orange G
     0,5 g Phosphorwolframsäure
     1 ml Eisessig
     100 ml dest. Wasser, kochen, erkalten lassen, filtrieren
Formolfixiertes Material
Färbevorschrift:

1. 1. Färben in A für 5 Minuten.
   2. Abspülen in dest. Wasser.
   3. 5 Minuten einlegen in Phosphorwolframsäure 5 %ig.
   4. Abspülen in dest. Wasser.
   5. Übertragen in B für 8 Minuten.
   6. Abspülen in dest. Wasser.
   7. Kurz differenzieren in 96 %igem Alkohol, aufhellen in Xylol, einbetten inBalsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Kerne intensiv rot, Collagenes Bindegewebe blau, Erythrocyten orange, Gliafasern rot, Protoplasma und Muskulatur rotorange gefärbt.
Anm.: Statt B kann auch Azan-Lösung Heidenhain mit gleichem Erfolg verwendet werden.



Hämalaun-Erythrosin-Safran nach Masson
Mehrfachfärbung



Notwendige Lösungen:

   A. Haemalaun, sauer, Mayer
   B. Salzsäure-Alkohol
   C. Erythrosin                                                                                      1 g
       Wasser dest.                                                                              100 ccm
       Formalin 40 %                                                                   einige Tropfen
   D. Safran du Gatinais                                                                        2 g
       Wasser                                                                                     100 ccm
       1 Stunde kochen, erkalten lassen, zufügen:
       Tannin 5 %ig wässrig                                                                    1 ccm
       Formaldehyd 40 %ig                                                                     1 ccm

Färbevorschrift:

1. 1. Fixieren, einbetten.
   2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe   einbringen in Wasser.
   3. Übertragen in Lösung A, färben 4—6 Minuten. (Kerne müssen gut gefärbt sein,   Mikroskopkontrolle. Collagenes-Gewebe jedoch ungefärbt, gegebenenfalls mit   Lösung B differenzieren).
   4. Waschen mit Wasser, 10 Minuten.  5. Färben mit Lösung C, 5 Minuten

1. 6. Spülen mit Wasser.
   7. Differenzieren mit 70 %igem Alkohol, einige Sekunden.
   8. Waschen mit Wasser.
   9. Färben mit Lösung D, 5 Minuten.
   10. Rasch spülen mit Wasser und trocknen (Fließpapier).
   11. Rasch entwässern mit absolutem Alkohol.
   12. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
         Kerne:                                                dunkelblau
         Cytoplasma:                                        rötlich
         Muskel-, Nerven-, elastische Fasern:      rot
Collagenes-Gewebe, Knorpel, Knochen: gelb
Lit.: Ref.: Romeis, Mikr. Techn. (1948) § 711



Muchaematein, Mayer
  Mucinfärbung



Notwendige Lösung:
A.  Muchaematein, Mayer
Färbevorschrift:

1. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe, einbringen in Wasser
2. Färben mit Lösung A, 5 - 10 Minuten
3. Farbüberschuss absaugen mit Filtrierpapier
4. Spülen in Wasser, 3 - 5 Minuten
5. Gründlich waschen mit 95 %igem Alkohol
6. Entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
         Mucin:       tiefviolett
         Zellkerne:  lichtblau Bindegewebe: hellgrau oder ungefärbt
Lit.: Laskey, A. M. (1950), Stain Tech., 25 : 33


Alcianblau GS
Mucinfärbung
  

Notwendige Lösungen:
A. Alcianblau 8 GS	1 g
Wasser dest.	100  ccm
Eisessig	10 Tropfen
Chloroform                                                                                     B. Haemalaun, Mayer	einige Tropfen
C. Eosin, gelblich	0,1 g
Wasser dest.	100 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Pikrinsäurelösung.
2. Einbringen der Paraffinschnitte in Wasser.
3. Färben mit Lösung A, 10 - 40 Sekunden.

Anm.: Eine längere Färbezeit muss unbedingt vermieden werden, da sonst eine starke  Überfärbung erfolgt.

4. Waschen in Wasser.
5. Färben in Lösung B, 5 - 10 Minuten.
6. Gegenfärben mit Lösung C, sofern erwünscht.
7. Entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Mucin: blaugrün
Lit.: Steedman, H. F. (1950), Quart. J. Microsc. Sc. 91:477




Mucicarmin, Mayer
Mucinfärbung



Notwendige Lösung:
A.  Mucicarmin conc., Mayer

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Alkohol, einbetten in Paraffin oder Celloidin.
2. Schnitte aufkleben, entparaffinieren.
3. Nach absteigender Alkoholreihe färben in Lösung A für 10 - 15 Minuten.
4. Abwaschen mit Wasser.
5. Entwässern mit Alkohol absolut.
6. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Anm.: Wurden in Celloidin eingebettete Schnitte verwendet, so erfolgt die Aufhellung mit Terpinoel oder Origanumöl.

Färbeergebnis: Mucin: rot
Lit.: Mayer, P. (1896), Mitt. Zool. Stat. Neapel, 12, 303 - 330



Mucicarmin- Haematoxylin-Metanilgelb
Mucinfärbung



Notwendige Lösungen:

   A. Eisen-Haematoxylin, Weigert A und B (gleiche Teile unmittelbar vor demGebrauch gemischt)
   B. Metanilgelb                                                                           0,25 g
       Essigsäure 0,25 %ig                                                          100 ccm
   C. Mucicarminlösung
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Formalin 1:10, einbetten in Paraffin.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren.
3. Durch absteigende Alkoholreihe, waschen in Wasser.
4. Färben in Lösung A, 1 Minute.

6. Waschen in Wasser. Färben in Lösung B, 30 Sekunden.
7. Waschen in Wasser.
8. Färben in Lösung C, 45 Minuten.
9. Waschen in Wasser, entwässern, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Kerne:                schwarz
         Bindegewebe:     gelb
         Mucin:                rot
Lit.: Mayer, P. (1896), Mitt. Zool. Stat. Neapel, 12, 303—330;
Masson, P. (1923), Traité de Path. Medicale (Maloine et Fils, Paris)



Pikrinsäure-MALLORY-Färbung
für Bindegewebe



Notwendige Lösungen:
   A. Eisenalaun                                                                             5  g
       Wasser dest.                                                                        100 ccm
       in der Kälte lösen, zufügen:
       Coelestinblau                                                                        0,5 g
       3 Minuten kochen, erkalten lassen, filtrieren, einschütten in:
       Glycerin                                                                                   7 ccm
Anm.: Lösung ist mehrere Monate haltbar.
   B. Haemalaun, sauer, Majer
   C. Picroorange 8,2 %ig in 80 %igem Alkohol
   D. Säurefuchsin                                                                             1 g
       Trichloressigsäure                                                                       3 g
       Wasser dest.                                                                          100 ccm
   E. Phosphorwolframsäure 1 %ig wässrig
   F. Anilinblau wasserlöslich                                                              2 g
       Essigsäure 2 %ig wässrig                                                        100 ccm

Färbevorschrift:
Fixieren in Formol-Sublimat, einbetten in Paraffin.
Aufkleben der Schnitte, einlegen in 90 %igen Alkohol.
Entfernen des Quecksilber-Niederschlages.
Gut waschen in Wasser.
Färben in Lösung A, 3 - 7 Minuten.
Waschen in Wasser.
Färben in Lösung B, 3 - 7 Minuten.
Waschen in Wasser, mindestens 2 Minuten.
Spülen in 95% igem Alkohol.
Färben in Lösung C, 2 Minuten.
Färben in Lösung D, 5 Minuten.
Spülen mit Wasser.
Kurz eintauchen in eine Mischung gleicher Teile Lösung D und 80% igen Alkohol.
Behandeln mit Lösung E, 5 - 10 Minuten.
Spülen mit Wasser.
Färben mit Lösung F, 2 - 10 Minuten.
Spülen mit Wasser.
Entwässern mit absolutem Alkohol.
Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
          Kerne:                                        blauschwarz
          Cytoplasma, Muskelgewebe:         rot
          Erythrocyten:                              rot-orange
          Bindegewebe                               blau
          Fibrin:                                        lebhaft rot
Lit.: Lendrum, A. C. (1949), J. Path. & Bact., LXI 443 - 448



Wasserblau-Orcein-Safranin
Epithel-Fasern



   

Notwendige Lösungen:
A. Wasserblau	1	g
Orcein	0,75	g
Glycerin	20	ccm
Äthylalkohol	50	ccm
Essigsäure 5 %ig                                                                B. Eosin 1,25 %ig alkoholisch C. Hydrochinon 1 %ig wässrig D. Safranin O 1 %ig wässrig E. Kaliumdichromat-Lösung 0,5 %ig	100	ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in 10 %igem Formaldehyd, einbetten in Paraffin oder Celloidin.
2. Einbringen in Wasser, färben in einer Mischung aus

        10 ccm Lösung A
        3 ccm Lösung B
        3 ccm Lösung C für 10 Minuten.

3. Gut waschen in Wasser.
4. Färben mit Lösung D, 10 Minuten.
5. Waschen mit Wasser.
6. Eintauchen in Lösung E, 10 - 30 Minuten.
7. Waschen in Wasser, entwässern mit Alkohol absolut, aufhellen in Bergamottöl.
8. Unter dem Mikroskop kontrollieren, nötigenfalls mit Alkohol und Bergamottöl differenzieren, bis Überfärbung durch Safranin reduziert ist.
9. Einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Epithel-Fasern:                                    rot
          Kerne:                                                blass violett
          Plasmosomen:                                     rot
          Cytoplasma:                                        blau bis violett
          Granula der neutrophilen Leukocyten:   himmelblau
          Elastische Fasern:                                rot
          Collagen-Fasern:                                 blau
Lit.: Carleton, H. M. & Leach, E. H. (1947), Histological Technique, Seite 285,
(Oxford University Press)
Unna, P. G. (1910), Histotechnik der leprösen Haut, (Voss, Leipzig)

Naphtolgrün B-Haematoxylin      für Bindegewebe

Notwendige Lösungen:

A. Haematoxylin - Weigert A
B. Haematoxylin - Weigert B
C. Eosin gelbl. 1 %ig wässrig
D. Ferrichlorid (wasserfrei) 10 %ig wässrig
E. Naphtolgrün B 1 %ig wässrig
F. Aceton-Xylol 1 : 1
Färbevorschrift:

1. Aufkleben des Paraffinschnittes, einlegen in Wasser.
2. Färben in einer frisch hergestellten Mischung von gleichen Teilen Lösung A und B, 6 Min.
3. Waschen in Wasser, färben in Lösung C, 3 Minuten.
4. Waschen in Wasser, einlegen in Lösung D, 5 Minuten.
5. Gut abwaschen mit Wasser, färben mit Lösung E, 5 Minuten.
6. Differenzieren in 1 %iger Essigsäure, 2 - 3 Minuten.
7. Gut trocknen, entwässern mit Aceton, aufhellen in Lösung F, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Bindegewebe: grün      Muskeln und Cytoplasma:   rosa
Lit.: Lillie, R. D. (1954), J. Techn. Meth., 25:32



Congorot für Amyloid in Geweben



Notwendige Lösungen:

1. Congorot 1 %ig wässrig
2. Lithiumcarbonat, gesättigt wässrig
3. Haematoxylinlösung Delafield

Das in Formalin oder Alkohol fixierte Material kann eingebettet in Celloidin oder Paraffin oder als Gefrierschnitt verwendet werden.

Färbevorschrift:

1. Aufkleben des Schnittes, einlegen in Wasser.
2. Färben mit Lösung A, 10 - 30 Minuten.
3. Eintauchen in Lösung B, 15 Sekunden.
4. Entfärben mit 80% igem Alkohol, bis keine Farbwolken mehr abgehen.
5. Waschen mit fließendem Wasser, 15 Minuten.
6. Färben mit Lösung C, 5 - 10 Minuten.
7. Waschen mit Wasser, entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Anm.: Wurden in Celloidin eingebettete Schnitte verwendet, erfolgt Entwässerung mit Isopropylalkohol an Stelle von Äthylalkohol.

Färbeergebnis:
          Amyloid: rot
          Kerne:             blau
Lit.: Bennhold, H. (1922), Münch. Med. Woch., Seite 1537;
Cowdry, E. V.   (1952), Laboratory Techniquc in Biology  &  Medicine;
Seite 11; (Balliere, Tindell & Cox, London);
Hess, G. (1942), Arch. Path., 34:92 - 105;
Taren, A. G. (1936-37), J. Lab. Clin. Med., 22:975 - 977


Carbol-Fuchsin-Methylgrün
für Hyaline Substanz



Notwendige Lösungen:

   A. Carbol-Fuchsin, Ziehl-Neelsen                                               5 ccm
       Wasser dest.                                                                       45 ccm
   B. Methylgrün 1 %ig in Carbolsäure 5 %ig

Färbevorschrift:

1. Fixieren, einbetten in Paraffin.
2. Aufkleben des Schnittes, einlegen in Wasser.
3. Färben mit Lösung A, 15 - 45 Minuten.
4. Waschen mit Wasser, vorsichtig abtrocknen (Fließpapier).
5. Entwässern mit Alkohol.
6. Differenzieren und gegenfärben mit Lösung B, 2 - 3 Minuten.
7. Waschen mit Alkohol.
8. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Hyaline Substanz:       rot
          Kerne:                       hellgrün
Lit.: Carleton, H. M. & Leach, E. H. (1947), Histological Technique (Oxford University
Press); Seite 307 - 308




ALDEHYD-FUCHSiN nach Gomori-Gabe
Elastische Fasern



Notwendige Lösungen:

   A. Kaliumpermanganat 2,5 %ig                                                         1 ccm
       Schwefelsäure 5 %ig                                                                    1 ccm
       Wasser dest.                                                                                6 ccm
   B. Natriumbisulfit 2 %ig wässrig
   C. Eisentrioxyhaematein, Hansen
   D. Aldehydfuchsin-Gebrauchslösung:
       Aldehydfuchsin-Stammlösung                                                     25 ccm
       Alkohol 70 %ig                                                                          75 ccm
       Eisessig                                                                                     1 ccm
Anm.: Diese Lösung ist bei Zimmertemperatur einige Monate haltbar. (Herstellung der
          Aldehydfuchsin-Stammlösung: 0,75 g Aldehydfuchsin werden in 100 ccm Alkohol 70 %ig gelöst)
   E. Pikroindigkarmin                                                                          1 g
       Wasser dest.                                                                              100 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixierung nach Bouin, einbetten in Paraffin oder Celloidin.
2. Schnitte aufkleben, entparaffinieren, über absteigende Alkoholreihe ein bringen in Wasser.
3. In Lösung A oxydieren, 20 - 30 Sekunden.
4. Kurz spülen mit Wasser.
5. Waschen in Lösung B.
6. Spülen in fließendem Wasser, 30 Sekunden.
7. Färben mit Lösung C, 1 Minute.
8. Spülen in fließendem Wasser.
9. Färben mit Lösung D, 2 Minuten.
10. Kurz spülen in Wasser.
11. Gegenfärben mit Lösung E, 20 Sekunden.
12. Entwässern, aufhellen mit Toluol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:

Elastische Fasern, Knorpelsubstanz, Mucin:	intensiv rot
Kernchromatin:	schwarz oder braun
Basophiles Cytoplasma:	grau
Acidophiles Cytoplasma, Muskelfasern:	grün
Collagene Fasern:	blau

Lit.: Bull. Micro, appl., 2^e Série, Tome 3,N°^s 11 et 12 Nov. - Dec. 1953



Resorcinfuchsin, Weigert
     Elastische Fasern



Notwendige Lösungen:

   A. Resorcinfuchsin, Weigert
   B. Kernechtrot-Aluminiumsulfat                                                     5,1 g
       Wasser dest.                                                                          100 ccm
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Susa, Helly oder Stieve einbetten in Paraffin, entparaffinieren.
2. Übertragen der Schnitte aus 80 %igem Alkohol in Lösung A,  färben 10 - 30 Minuten.
3. Färben in Lösung B, 5 - 10 Minuten.
4. Waschen mit Wasser.
5. Differenzieren mit 96 %igem Alkohol.
6. Entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Kerne:                        rot
         Elastische Fasern:        schwarzblau
Lit.: Weigert, C. (1898), Zbl. Path., 9:289 - 292.



Congorot-Anilinblau-Orange G
für Elastische Fasern

 

Notwendige Lösungen: A. Aluminiumchlorid 2 %ig wässrig
B. Congorot	2 g
Natriumzitrat	2,5 g
Glycerin	1 ccm
Wasser dest.	97 ccm
C. Anilinblau	1,5 g
Orange G	2,25 g
Resorcin	3 g
Phosphormolybdänsäure	1  g
Wasser dest.	100 ccm

Färbevorschrift:
Das Material kann fixiert in 10 % igem Formaldehyd oder als Gefrierschnitt verwendet werden.

1. Waschen des Schnittes in Wasser, einlegen in Lösung A, 10 Minuten.
2. Waschen mit Wasser, entwässern, färben mit Lösung B, 10 Minuten.
3. Waschen mit Wasser, mehrmals gründlich durch Einlegen.
4. Färben mit Lösung C, 5 - 10 Minuten.
5. Vorsichtig spülen, trocknen mit Fließpapier.
6. Entwässern mit Alkohol, aufhellen in Origanumöl, waschen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol

Färbeergebnis:
Elastische Fasern:hellrot
         Fibrin:                        dunkelblau
         Erythrocytcn:              gelblichorange
Lit.: Krajian, A. A. (1941), Canadian J. Med., 3:207.



MOLLIER-Vierfachfärbung
    Elastische Fasern



 

Notwendige Lösungen:
A. Orcein	1 g
Alkohol 70 %ig	100 ccm
Salzsäure conc.                                                                B. Eisenhämatoxylin, Weigert A     Weigert B     Vor Gebrauch sind beide zu gleichen Teilen zu mischen. C. Salzsäure-Alkohol	1 ccm
D. Azocarmin G	0,1 g
Wasser dest.                                                                              kochen, erkalten lassen, filtrieren, zufügen:	100 ccm
Eisessig	1 ccm
E. Phosphorwolframsäure	5 g
Wasser dest.	95 ccm
F. Naphtolgrün B	1 g
Wasser dest.	100 ccm
Eisessig	1 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Zenker, Helly, Bouin oder Carnoy.
2. Übertragen der Schnitte aus 70 %igem Alkohol in Lösung A; färben 12 Stunden.
3. Waschen in Wasser, bis zu völliger Entfernung des Farbüberschusses.
4. Färben in Lösung B, 12 - 30 Minuten.
5. Waschen in Wasser.
6. Kurz differenzieren in Lösung C
7. Waschen unter fließendem Wasser, 6 Minuten.
8. Färben in Lösung D (Mikroskopkontrolle, da leicht eine Überfärbung erfolgt).
9. Waschen in Wasser.
10. Entfärben der Collagen-Fasern mit Lösung E, 2 - 3maliger Badwechsel, Gesamtbehandlung 3 - 6 Stunden.
11. Waschen in Wasser.
12. Färben mit Lösung F, 15 - 30 Minuten.
13. Übertragen in 95 %igen Alkohol und schütteln, 30 Sekunden.
14. Entwässern, aufhellen, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:

Elastische Fasern:	schwarz
Collagen-Fasern:	grün
Skelett-Muskulatur:	hellrot
Glatte Muskulatur:	rosa
Epithclzellen:	rot
Kernchromatin:	schwarz

Lit.: Mollier, G. (1938), Zts. Wis. Mikr., 55:472

ROMANES-Silberchlorid-Methode
Nervenzellen
Notwendige Lösungen:

   A. Silbernitrat 0,1 %ig wässrig                                                      3 ccm
       Wasser dest.                                                                        100 ccm
       gut mischen, zufügen:

      Natriumchlorid 0,1 %ig wässrig                                                  1 ccm
      gut mischen, wenn nötig, einstellen der Mischung auf PH 7,8 durch wenige Tropfen stark verdünnter Ammoniaklösung.
 Anm.: Lösung ist nicht haltbar und muss unter Lichtabschluss aufbewahrt werden.
   B. Hydrochinon                                                                            1 g
       Natriumsulfit                                                                          10 g
       Wasser dest.                                                                         100 ccm
   C. Goldchlorid 0,5 %ig wässrig
   D. Oxalsäure 2 %ig wässrig
   F. Natriumsulfit 5 %ig wässrig
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Formalin oder Bouin.
2. Übertragen in 2% ige Lösung von Ammoniak (spez. Gew. 0,89) in 70 %igem Alkohol, einige Stunden.
3. Gut waschen in-Wasser, entwässern, einbetten in Paraffin.
4. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe einlegen in Wasser.
5. Färben in Lösung A unter Lichtabschluss bei 58° C, 16 Stunden.
6. Sofort übertragen in Lösung B bei 18 - 20° C, 5 Minuten.
7. Gut waschen in Wasser.
8. Tönen in Lösung C, 10 Minuten.
9. 2 mal waschen in Wasser je 15 Sekunden.
10. Reduzieren in Lösung D bis die Nervenanteile deutlich sichtbar sind, ca. 3 Minuten.
11. Waschen in fließendem Wasser.
12. Fixieren in Lösung E, 3 - 5 Minuten.
13. Gut waschen.
14. Entwässern, aufhellen, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Nervenfasern:     purpur bis schwarz
          Kerne:                rot
          Neurofibrillen:    purpur
          Keratin:             gelb
          Knochenzellen: schwarz
Lit.: Romanes, G. J. (1950), J. of Anatomy, 84, II, 104 - 116


Natronlauge-Silbermethode nach O. Schultze-Lobo
Achsenzylinder, Neurofibrillen im zentralen und peripheren Nervensystem



Erforderliche Lösungen:

1. 4 g Natriumhydroxyd pro analysi werden in genau 100 ml dest. Wassergelöst = Stammlösung.
2. Silbernitratlösung 10 %ig 5 ml, Pyridin pur. 25 Tropfen, dest. Wasser 20 ml,Alkohol absolut. 15 ml. Diese Lösung ist 1 - 2 Monate haltbar.
3. Hydrochinon 1 g, 250 ml dest. Wasser, Formalin 70 ml, Aceton 40 ml.

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Formalin 1:9 Wasser mindestens 3 Tage, jedoch nicht länger als 3 Monate.
2. Gefrierschnitte anfertigen von 25 – 30 µ, gut auswaschen in dest. Wasser.
3. Entschlacken für 5 - 8 Minuten bei 60° C in verdünntem A. Man nimmt von A auf 50 ml dest. Wasser jeweils für Nervenfasern von Gehirn, Rückenmark, Ganglien, Auge 10 ml, für Nervenzellen 6 ml, für sympathische Ganglienzellen 5 ml, für Achsenzylinder 10 ml, für Hüllen 5 ml, für Neurokeratin 0,5 ml.
4. Auswaschen in mehrfach gewechseltem dest. Wasser bis sich das Waschwasser auf Zusatz von einigen Tropfen Phenolphtalein 1 %ig wässrig nicht mehr rot färbt.
5. Einlegen der Schnitte in die auf 60° C erwärmte Lösung B bis sie kastanienbraun sind.
6. Einige Minuten reduzieren in C.
7. Gut auswaschen.
8. Entwässern in der üblichen Weise und überführen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Achsenzylinder, Neurofibrillen schwarz, Ganglienzellen bräunlich gefärbt.
Anm.: Soll vergoldet werden, so bringt man die Schnitte nach 7. für 5 Minuten in eine 0,2 %ige Goldchloridlösung, wäscht dann in dest. Wasser aus, überträgt für eine Minute in 5 %ige, wässrige Natriumthiosulfatlösung und verfährt dann weiter nach 8. Für Neuroglia fixiert man statt in Formalin 1:9 in Formalin 110 ml, Bromammonium 16 g, dest. Wasser 500 ml, und zwar Microglia 2 - 3 Tage, protoplasmatische Glia 15 - 30 Tage, Faserglia 1/2 - 2 Monate. So vorbehandeltcs Material kann dann in 10 %igem Formalin aufbewahrt werden.
Lit.: Lobo 1937. Sobre una nova técnica de impregnacao do sistemo nervosa. Patologia general. Bd. 22, S. 4 - 7



Haematoxylin-Schnellfärbung nach Benda
Markscheiden-Schnellfärbung



Erforderliche Lösungen:
   A. Chromalaunbeize = 2,5 g Chromalaun werden in 100 ml dest. Wasser zum Kochen erhitzt, wenn die Lösung richtig siedet, wird die Flamme gelöscht.
       Dann fügt man unter Rühren 5 ml 30 %ige Essigsäure und schließlich unter ständigem Rühren mit einem Glasstab 5 g fein gepulvertes neutrales Kupferacetat zu.
   B. Haematoxylinlösung nach Böhmer oder Delafield.
   C. 2 g Borax und 2,5 g Kaliumferricyanid werden in 100 ml dest. Wasser unter Erwärmen gelöst.

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Formol 1:10 und herstellen von Gefrierschnitten.
2. Übertragen der Schnitte ohne Alkoholbehandlung aus Wasser für einige Stunden in A.
3. Gründlich auswaschen in dest. Wasser.
4. Einlegen in B für 24 Stunden.
5. Gründlich auswaschen in Leitungswasser und differenzieren in C bis die graue Substanz von der weißen Substanz deutlich zu unterscheiden ist.
6. Gründlich auswaschen in Leitungswasser und über die aufsteigende Alkoholreihe, Xylol einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Die Markscheiden sind dunkelblau, Degenerationen rot gefärbt.
Lit.: C. Benda, Neurol. CentralbL, Bd. XXII, 1903, Nr. 3, S. 139 - 140.



Goldimprägnation nach Biondi
Bindegewebe im Zentralnervensystem



Erforderliche Lösungen:

   A. 8 - 9%ige Lösung von Kaliumpermanganat in dest. Wasser.
   B. Kaliumsulfit-Oxalsäure: Man mischt unmittelbar vor dem Gebrauchgleiche Mengen 1 %iger Kaliumsulfitlösung und 1 %iger Oxalsäurelösung.
        Die Mischung hält sich nur kurze Zeit. Dagegen sind die getrennten Lösungen unbeschränkt haltbar.
   C. Unmittelbar vor dem Gebrauch werden gemischt 2 ml einer 1 %igenLösung von Goldchlorid mit 2 ml einer 5 %igen Lösung von
        Sublimat und 10 ml dest. Wasser. Diese Menge genügt für höchstens 4 Schnitte. Die getrennten Lösungen von Goldchlorid und Sublimat sind haltbar.
   D. 2 %ige wässrige Lösung von Natriumthiosulfat.
Färbevorschrift: 1. Fixieren in Formol 1: 0, Gefrierschnitte von 25 - 30 µ Dicke.

2. Auffangen der Schnitte im Wasser auf Filtrierpapierstreifchen und mit diesen übertragen in A. In gleicher Weise werden die Schnitte nach 10 Minuten wieder in Wasser übertragen. Die Schnitte werden in der Kaliumpermanganatlösung so spröde, dass die gewöhnliche Übertragung mi tGlasstäbchen nicht möglich ist. Im reinen Wasser erhalten sie dann ihre gewöhnliche Festigkeit wieder.
3. Ganz kurz abspülen mit dest. Wasser.
4. Einlegen der Schnitte in B bis sie entfärbt sind.
5. Kurz auswaschen in 2 Schalen mit dest. Wasser.
6. Übertragen in C und 20 Stunden im Dunkeln stehen lassen.
7. Gründlich auswaschen in mehrfach gewechseltem dest.  Wasser und um ein Nachdunkeln zu vermeiden 1 Minute in D fixieren.
8. Gründlich auswaschen in mehrfach gewechseltem dest. Wasser, über die aufsteigende Alkoholreihe, Xylol einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Die Bindegewebefasern sind sehr scharf in tiefschwarzem Ton auf violettem Untergrund imprägniert.
Lit.: Referiert nach Romeis, Mikroskopische Technik, 15. Aufl., 1948, § 1882

Eisen-Haematoxylin nach Weigert
Darstellung der Markscheiden
Erforderliche Lösungen:

   A. Beize I = 5 g Kaliumbichromat und 2,5 g Fluorchrom werden durch Kochen in 100 ml Wasser gelöst. Nach dem Erkalten wird filtriert.
   B. Beize II = 2,5 g Fluorchrom  werden in 100 ml dest. Wasser durch Kochen gelöst. Wenn die Lösung siedet, löscht man die Flamme und 
       setzt 5 ml Eisessig zu und dann       unter dauerndem Rühren mit einem Glasstab 5 g fein gepulvertes Cuprum aceticum neutrale.
   C. 1 g Haematoxylin wird in 100 ml Aethylalkohol 96 %ig gelöst. Die Lösung mussgut ausgereift sein, also einen braunen, nicht gelben Farbton besitzen.
   D. 4 ml Liquor ferrisesquichlorati werden mit 96 ml dest. Wasser gemischt.Unmittelbar vor dem Gebrauch werden gleiche Teile C und D gemischt.
   E. Borax 2 g und Kaliumferricyanid 2,5 g werden unter Erwärmen in 100 ml dest. Wasser gelöst.

Färbevorschrift:

1. Fixierung in 10 %igem Formol.
2. Beizen der nicht über 2 cm dicken Stücke in A 4 - 14 Tage, die weiße Substanz soll zuletzt überall braun, nicht gelb aussehen.
3. Auswaschen im Dunkeln in 70% igem Alkohol, bis dieser sich nicht mehr färbt.
4. Celloidineinbettung und Anfertigung der Schnitte.
5. Beizen der Schnitte 24 - 48 Stunden bei 37° C in B.
6. Abspülen in 70 %igem Alkohol und färben in dem Gemisch C-D für 24 Stunden.
7. Abspülen in Leitungswasser und differenzieren in E bis die weiße Substanz (Markscheiden) schwarz, die graue Substanz dagegen hellgelb bis bräunlich erscheint, im Durchschnitt 15 - 30 Minuten.
8. Waschen in Leitungswasser für 24 Stunden, eventuell unter Zusatz von einigen Tropfen wässriger Lithiumcarbonatlösung.
9. Entwässern, Xylol, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Die Markscheiden sind blauschwarz, alles übrige Gewebe ist gelbbraun gefärbt.
Lit.: Mayer, Paula (1909). Zur Technik der Markscheidenfärbung. Neurolog. Zbl., Bd. 28, S. 353 - 354.



Silberimprägnotion nach Bielschowsky
Achsenzylinder und Neurofibrillen



Erforderliche Lösungen:

1. Silbernitratlösung 3 %ig wässrig, vor dem Gebrauch jeweils frisch filtriert.
2. Ammoniakalische  Silbernitratlösung: Zu 10 ml einer 10 %igen Silbernitratlösung werden unter Schütteln 5 Tropfen reinster 40 %iger Natron lauge zugesetzt. Es entsteht ein brauner Niederschlag. Nun wird tropfen weise starker Ammoniak zugesetzt unter ständigem Schütteln, bis der größte Teil des Niederschlages wieder gelöst ist. Ein Überschuss an Am moniak darf nicht vorhanden sein. Man lässt deshalb einige Körnchen des braunen Niederschlages ungelöst. Diese werden abfiltriert und das Filtrat mit dest. Wasser auf 20 ml aufgefüllt
3. Goldchloridlösung: 3 - 5 Tropfen einer 1 %igen Lösung aus gelbemGoldchlorid werden in 10 ml dest. Wasser getropft. D. 5 %ige wässrige Lösung von Natriumthiosulfat.

Färbevorschrift:
Möglichst frisches Material verwenden, Gefrierschnitte 5 - 10 µ stark. Keine Metallinstrumente verwenden.

1. Fixieren in Formalin 40 %ig 1 Teil und 9 Teile Leitungswasser für 24 - 48 Stunden.
2. Auswäschen in fließendem Wasser 2 - 3 Stunden.
3. Schneiden auf dem Gefriermikrotom und Auffangen der Schnitte in dest. Wasser, Schnittdicke 5 - 10 µ.
4. Noch 1 - 2 Stunden in 3 - 4mal gewechseltem dest. Wasser.
5. Einlegen in A für 24 Stunden.
6. Rasch durchziehen durch dest. Wasser etwa 2 - 3 Sekunden. Bleibt der Schnitt zu lange im dest. Wasser, kommt keine einwandfreie Imprägnierung zustande.
7. Einlegen in B für 10 - 20 Minuten bis der Schnitt eine gelbliche Tönung angenommen hat.
8. Rasch durchziehen durch 2 - 3 Schalen mit dest. Wasser.
9. Reduzieren in Formol säurefrei (1 Teil Formel : 4 Teilen Leitungswasser) 10 Minuten, die Schnitte färben sich hierbei schiefergrau bis schwärzlich.
10. 15 Minuten auswaschen in Leitungswasser.
11. Einlegen in C bis der braune Ton des Präparates nach grau oder grauviolett umgeschlagen ist.
12. Fixieren in D für 1 - 2 Minuten.
13. Sorgfältig auswaschen in Leitungswasser für 1 - 2 Stunden.
14. Durch die aufsteigende Alkoholreihe, Carbolxylol, Xylol (nicht länger als unbedingt nötig) durchführen und einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Neurofibrillen schwarz gefärbt auf hellem Grunde, ebenso die perizellulären Netzstrukturen der Ganglienzellen. Auch die dünnsten Achsenzylinder treten klar hervor.
Lit.: Bielschowsky,  Journal für Psychologie und Neurologie,  Band 3,  Seite 169 -189 und
Band 4, Seite 227 – 236


Silber-Protein-Methode nach Bodian
Darstellung der Achsenzylinder und Neurofibrillen


Erforderliche Lösungen:

1. Fixierungslösung = 5 ml Formalin, 5 ml Eisessig, 90 ml Alkohol 80 %ig.Das Ergebnis der Bodianschen Methode hängt weitgehend von der Art der Fixierung ab. Bodian hat deshalb für die verschiedenen Elemente etwa 10 verschiedene Fixierungsgemische angegeben. In den meisten Fällen kommt man mit dem vorstehenden Gemisch aus.
2. 1 g Silber-Protein abwiegen und direkt von dem Wiegepapier auf die Oberfläche von 100 ml Wasser in feinster Verteilung aufstäuben, ruhig stehen lassen, bis das Pulver zu Boden gesunken ist. Dann erst wird das Pulver durch Schütteln vollständig zur Lösung gebracht. Die Lösung wird nicht erwärmt.
3. Hydrochinon 1 g, Natriumsulfit wasserfrei (Na₂SO₃) 5 g werden in 100 ml Wasser gelöst.
4. Goldchloridlösung 1 %ig wässrig, der vor dem Gebrauch auf 100  ml3 Tropfen Eisessig zugefügt werden.
5. Oxalsäure-Lösung 2 %ig wässrig
6. Natriumthiosulfat-Lösung 5 %ig wässrig.

Färbevorschrift:

1. Die fixierten und entparaffinierten Schnitte kommen aus Wasser für 12 - 48 Stunden bei 37° C in B, dem unmittelbar vor dem Einlegen der Schnitte auf 100 ml 4 - 5 g metallisches Kupfer (Kupferdraht oder Kupferspäne, sorgfältig gereinigt) zugefügt wurden.
2. Abspülen in dest. Wasser.
3. Reduzieren in C für etwa 10 Minuten.
4. Waschen in mindestens dreimal gewechseltem dest. Wasser.
5. Übertragen in D für die Dauer von 5 - 10 Minuten.
6. Waschen in dest. Wasser.
7. Einstellen in E, bis die Schnitte schwach rötlich oder bläulich sind.
8. Waschen in dest. Wasser.
9. 5 - 10 Minuten fixieren in F.
10. Waschen in dest. Wasser, entwässern, einschließen in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Achsenzylinder und Neurofibrillen sind schwarz oder purpurschwarz gefärbt
Anm.: Die Silber-Protein-Lösung kann nur einmal verwendet werden. Celloidinschnitte müssen vor der Imprägnierung vom Celloidin befreit werden. Schnitte von altem Formolmaterial kommen vor der Imprägnation über Nacht in 5 %ige Essigsäure.   Dadurch wird die Mitfärbung der kollagenen Fasern verhindert. Gegenfärbung mit Acridinrot, Azan-Lösung oder Lichtgrün-Orange nach Foley ist möglich und kann empfohlen werden.
Lit.: Bodian, 1937, Anat. Rec. 69, S. 153 - 162



Blutfärbungen



Vorbemerkungen:
Bei Verwendung von Eosin-Methylenblaulösungen ist folgendes zu beachten: Um stets brauchbare Resultate zu erzielen, dürfen nur reine Glasgefäße verwendet werden, die nicht mit Säure in Berührung gekommen sind. Die Objektträger bzw. Deckgläser dürfen nur mit Äther-Alkohol, keinesfalls mit Säure oder Salzsäure-Alkohol gereinigt sein. Selbst wiederholtes Abspülen in reinem Wasser entfernt nicht die letzten Säurereste, so dass einwandfreie Färbungen nicht erhalten werden. Das zum Verdünnen der Farblösungen gebrauchte Wasser muss absolut neutral reagieren. Es ist in folgender Weise auf Brauchbarkeit zu prüfen: Zu 100 ccm dest. Wasser gibt man 3 Tropfen Bromcresolpurpurlösung und fügt dann unter ' ständigem Umschütteln tropfenweise 1%ige Sodalösung zu, bis die gelbe Farbe des Wassers in Violett umgeschlagen ist. Dieser violette Farbton muss mindestens eine Minute bestehen bleiben. Wird die Lösung in dieser Zeit wieder gelb oder farblos, so reichte der Sodazusatz noch nicht aus und es ist noch ein weiterer Tropfen zuzufügen. Die so ermittelte Anzahl Tropfen fügt man nun zu je 100 ccm desjenigen Wassers, das zur Verdünnung verwendet werden soll. Diese Wasserprüfung ist jedesmal zu wiederholen, da Wasser, das im Untersuchungsraum aufbewahrt wird, durch den Einfluss der Luft seinen Säuregehalt täglich ändern kann.

Das Wasser soll mindestens Zimmertemperatur haben, andernfalls ist es anzuwärmen, Temperaturen über 40° C sind jedoch zu vermeiden. Farbstoffniederschläge lassen sich entfernen, indem man die Präparate nach der Färbung mit absolutem Alkohol übergießt, mit Wasser abspült und dann trocknet. Am besten färben sich Präparate, die 2 - 24 Stunden alt sind. Ältere Präparate färben sich langsamer und zeigen meist eine rotbraune Erythrocytenfärbung. In zu dicken Ausstrichen oder auch überfärbten Präparaten haben die Erythrocyten oft einen schmalen blauen Rand oder erscheinen überhaupt blau.

Richtig gefärbte Präparate zeigen im auffallenden Licht einen roten bis violettroten Farbton. Zu kurz gefärbte Präparate erscheinen grau bis höchstens schwach rosa. Überfärbte Präparate haben eine ausgesprochene violette bis blaue Tönung. In beiden Fällen lassen sich noch Verbesserungen erzielen, indem man zunächst durch Xylol das Cedernholzöl entfernt, die Präparate dann abtrocknet und darauf nochmals für einige Minuten in die Farblösung einlegt bzw. bei Überfärbung längere Zeit kräftig mit Wasser abspült oder - falls dieser Vorgang nicht zum Ziele führt - die Präparate für einige Sekunden in Methylalkohol eintaucht.

Färbung nach Jenner (frische Ausstriche)

Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau nach Jenner

Färbevorschrift:

1. Möglichst dünne, lufttrockene, nicht fixierte Ausstriche einlegen in Lösung A, 3 Minuten.
2. Zufügen der gleichen Menge dest. Wassers, wie Farblösung verwendet
3. wurde, gut mischen und färben, 10 - 15 Minuten.
4. Kurz spülen in dest. Wasser.
5. Trocknen mit Fließpapier.
6. Dauerpräparate: Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Kerne:                        blau
          Eosinophile Granula:    tiefrot
          Neutrophile Granula:    bräunlichviolett
          Erythrocyten:              hellrot
          Blutplättchen:              blassblau

Färbung nach May-Grünwald (frische Ausstriche)

Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau nach May-Grünwald)

Färbevorschrift:

1. Gut lufttrockene, nicht fixierte Ausstriche überschichten mit Lösung A, 3 Minuten.
2. Zufügen der gleichen Menge dest. Wassers, durch Schwenken gute Mischung bewirken und färben, 5 - 10 Minuten.
3. Gründlich abspülen mit dest. Wasser.
4. Vorsichtig abtupfen mit Fließpapier und an der Luft vollständig trocknen lassen.
5. Dauerpräparate: Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:

Kerne:	blau
Eosinophile Granula:	leuchtend rot
Basophile Granula:	dunkelblau
Neutrophile Granula:	hellrot bis purpurrote Körnchen
Erythrocyten:	hellrot
Blutplättchen:	hellblau

Färbung nach May-Grünwald (ältere oder schwer färbbare Präparate)

Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau nach May-Grünwald

Färbevorschrift:

1. Fixieren der Ausstriche in absolutem Alkohol, 10 - 20 Minuten.
2. In einem Gemisch aus einem Teil Lösung A und zwei Teilen dest. Wasser färben 10 - 15 Minuten.
3. Abspülen mit Wasser, trocknen zwischen Fließpapier.
4. Dauerpräparate: Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:
Das Resultat ist das gleiche, wie bei frischen Ausstrichen angegeben.

Färbung nach Leishman

Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau nach Leishman (10680 und 20220)

Färbevorschrift:

1. Möglichst dünne, lufttrockene Ausstriche bedecken mit Lösung A, 2 Minuten
2. Zufügen der doppelten Menge dest. Wassers, durch Schwenken mischen und färben 10 Minuten.
3. Gründlich abspülen mit dest. Wasser.
4. Trocknen zwischen Fließpapier und an der Luft.
5. Dauerpräparate: Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:
     Erythrocyten:                                                                          hellrosarot bis braunrot
     Lymphocytenkerne:                                                                tiefdunkelblau bis blauviolett
     Protoplasma der Lymphocyten:                                             hellblau
     Kerne der neutrophilen, polymorphkernigen Leukocyten:   tiefblau bis blauviolett
     Granula der neutrophilen polymorphkernigen Leukocyten: rot
     Kerne der eosinophilen Leukocyten:                                     blauviolett
     Granula der eosinophilen Leukocyten:                                  tiefdunkelrot
     Kerne der basophilen Leukocyten:                                         blauviolett

Färbung nach Wright

Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau nach Wright

Färbevorschrift:

1. Sehr dünne, lufttrockene Ausstriche bedecken mit Lösung A, 2 Minuten.
2. Zufügen der gleichen Menge dest. Wassers, mischen und färben 5 Minuten.
3. Gut abspülen mit dest. Wasser.
4. Trocknen mit Fließpapier und an der Luft.
5. Dauerpräparate: Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:
Das Resultat ist das gleiche, wie bei Leishman angegeben.

Färbung nach Giemsa

Notwendige Lösung:
A.  Azur-Eosin, Romanowsky-Giemsa

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene, dünne Ausstriche fixieren in Methylalkohol, 5 Minuten.
2. Färben in Lösung A (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm Wasser), 20 - 30 Minuten.
3. Abspülen mit dest. Wasser.
4. Trocknen zwischen Fließpapier und an der Luft.

5.Dauerpräparate: Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.
Anm.: Statt dest. Wassers kann auch gepuffertes Wasser verwendet werden.

Färbeergebnis:
         Kerne:                                        blauviolett
          Eosinophile Granula:                   rot
          Neutrophile Granula:                   rotviolett
         Basophile Granula:                       blau bis blauviolett
         Protoplasma der Lymphocyten:      hellblau
         Erythrocyten:                               rötlich
         Kerne der Protozoen:                    leuchtend rot
         Blutplättchen:                               blau mit violettem Innenkörper

Färbung nach Giemsa (im dicken Tropfen)

Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin, Romanowsky-Giemsa

Färbevorschrift:

1. Bereitung des Präparates: Großer Bluttropfen wird auf einem gründlich mit ÄtherAlkohol gereinigten Objektträger ausgebreitet, dass er ungefähr 1 cm im Durchmesser groß wird. Die Blutschicht darf nicht zu dick sein, da sie sonst leicht abblättert und schwer färbbar ist. Das Blut lässt man bei Zimmertemperatur (Achtung vor Fliegen) oder im Brutschrank bei 37° C trocknen. Höhere Temperaturen sind zu vermeiden, da die Blutschicht sonst leicht abspringt.
2. Gleichzeitiges Fixieren und Färben mit Lösung A (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm dest. Wasser), 3 Minuten.
3. Jetzt auftretende grünlichgelbe Haemoglobinwolken werden abgegossen und nach Schrägstellen des Objektträgers mit neuer ebenfalls verdünnter Farblösung abgespült
4. Erneutes Aufgießen verdünnter Farblösung und färben, 45 Minuten.oder länger.
5. Abspülen durch seitliches Nachgießen von dest. Wasser.
6. Trocknen durch Senkrechtstellen des Objektträgers (kein Fließpapier).

Färbeergebnis:
Gut gefärbte Präparate erscheinen rötlichviolett, schlecht gefärbte blau. Eosinophile Leukocyten (rot punktiert) und basische Erythrocyten (blau punktiert) sind leicht abzuschätzen.
Anm.: Um die Schwierigkeiten, die die Herstellung eines absolut neutralen Wassers bereiten kann, zu vermeiden, wird die Verwendung eines gepufferten Wassers mit Puffergemisch nach Weise empfohlen.

Färbung nach Giemsa-Pappenheim

Notwendige Lösungen:

1. Eosin-Methylenblau nach May-Grünwald
2. Azur-Eosin, Romanowsky-Giemsa

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene, dünne Ausstriche (Schichtseite nach unten) Unterschichten mit Lösung A, 3 Minuten.
2. Zufügen der gleichen Menge dest. Wassers und färben, 1 Minute.
3. Abgießen der Farblösung (nicht abspülen).
4. Übergießen mit Lösung B (verdünnt 15 Tropfen auf 10 ccm dest. Wasser) und färben, 10 - 20 Minuten.
5. Kräftig abspülen mit dest. Wasser.
6. Trocknen zwischen Fließpapier und an der Luft.
7. Dauerpräparate: einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:

Kerne:	rötlich violett
Plasma der lymphoiden Zellen:	lichtblau
Lymphoide Azurkörnelung:	leuchtend purpurrot
Myeloische Azurkörnelung:	violett bis violettbräunlich
Neutralkörnelung:	bräunlich bis bläulichrosa
Eosinophile Granula:	bräunlichorange bis ziegelrot
Mastkörnung:	ultramarin mit Stich ins Violette
Erythrocyten:	rosa bis bläulich
Basophile Punktierung der Erythrocyten:	kräftig cobaltblau

Färbung nach MacNeal (Ausstrich-Präparate)

Notwendige Lösung:
A. Tetrachrome Stain, MacNeal

Färbevorschrift:

1. Dünne, lufttrockene Ausstriche mit Lösung A bedecken, 2 Minuten.
2. Zufügen des gleichen Volumens dest. Wassers, mischen, färben für 5 Minuten.
3. Gut spülen mit Wasser.
4. Trocknen (Fließpapier), einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
    Erythrocyten:                            gelblich rot
    Polymorphkernige Neutrophile:  Kerne dunkelblau, Granula rötlich lila,
    Cytoplasma:                             schwach rosa
    Eosinophile Leukocyten:            Kerne blau, Granula orange bis rot, Cytoplasma blau
    Basophile Leukocyten:               Kerne purpur oder dunkelblau, Granula tief pur-pur gefärbt
    Lymphocyten:                           Kerne dunkel purpur, Cytoplasma himmelblau Thrombocyten: Granula violett bis purpur
Lit.:  MacNeal, W. J., (1922), J. Amer. Med. Assoc., 78, 1112

Vital- (Supravital-)Färbung

Notwendige Lösungen:

1. Brillantcresylblaulösung alkoholisch
2. Azur-Eosin-Lösung

Färbevorschrift:

1. Auf sorgfältig gereinigte Objektträger setzt man einen Tropfen Lösung A und streicht diesen nach Art der Blutausstriche aus.
2. Ausstreichen des Blutes auf der Schichtseite obiger Objektträger in ge wohnter Weise, jedoch nicht zu dünn.
3. Einlegen in eine feuchte Kammer, mit der Farbseite nach oben, Kammer zudecken.
4. Nach 5 - 10 Minuten Präparate herausnehmen und an der Luft trocknen lassen.
5. Fixieren der lufttrockenen Ausstriche in Methylalkohol, 3 - 5 Minuten.
6. Färben in Lösung B (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm neutrales Wasser), 20 - 30 Minuten.
7. Abspülen mit Wasser, trocknen zwischen Fließpapier.
8. Einschließen in Canadabalsam neutral oder Malinol.

Färbeergebnis:
Die Methode wird hauptsächlich Zur Darstellung der vitalfärbbaren Substanzen der Erythrocyten (Substantia granulofilamentosa, basophile Granulation, Polychrömasie) verwendet. Sie ergibt sehr zierliche blaue Bilder der Netzstruktur mit Erhaltung aller sonstigen Bestandteile.



Nachweis der Bleivergiftung im Blut



Zur Darstellung der bei Bleivergiftung vorkommenden basophilen Körnelung der Erythrocyten eignet sich der dünne Objektträger- oder Deckglasausstrich besser als die Untersuchung im dicken Tropfen.

A. Färbung mit Methylenblau Löffler
Erforderliche Lösung: 1 ml Methylenblau-Lösung nach Löffler gemischt mit 8 ml dest. Wasser.

Färbevorschrift:

1. Lufttrockene Ausstriche fixieren in Methylalkohol für 3 Minuten.
2. Nicht abspülen, sondern sofort übertragen in das verdünnte Methylenblau nach Löffler für gleichfalls 3 Minuten.
3. Abspülen mit Wasser, trocknen zwischen Fließpapier 4. Untersuchen mit Ölimmersion bei voller Belichtung.

Färbeergebnis:
Die Körnelungen der Tüpfelzellen heben sich auf dem grünblau gefärbten Erythrocyten als tiefblaue Punkte ab. Sie können wie ein zarter Staub den ganzen Erythrocyten bedecken oder als grobe Körnchen randständig erscheinen. Findet man in mehreren Gesichtsfeldern ein Blutkörperchen mit dunkelblauen Punkten, so ist eine pathologische Vermehrung dieser Zellen anzunehmen. Wenn in 50 Gesichtsfeldern - das Gesichtsfeld zu durchschnittlich 200 Erythrocyten - sich mehr als eine Körnerzelle befindet (gleich 100 granulierte Erythrocyten auf 1. 000 000 rote Blutkörperchen) so gilt der Befund als positiv, bei einem granulierten Erythrocyten in 10 Gesichtsfeldern als unbedingt beweisend.

B. Färbung nach Manson-Schwarz

Erforderliche Lösungen:

1. Borsäure 2 g, Methylenblau puriss. 1 g, Wasser dest. 100 ml =Manson-Schwarz I
2. Natrium hydficum pur. 0,28 g gelöst in 100 ml dest. Wasser =Manson-Schwarz II

Färbevorschrift :

1. Fixieren der lufttrockenen Blutausstriche, 3 - 5 Minuten in Methylalkohol.
2. Abspülen mit Wasser und an der Luft trocknen lassen.
3. Färben 15 - 20 Sekunden in einem Gemisch aus 6 Tropfen A, 8 Tropfen B und 10 ml dest. Wasser.
4. Vorsichtig abspülen mit dest. Wasser, trocknen zwischen Fließpapier.
5. Untersuchen mit Ölimmersion.

Färbeergebnis:
Wichtig bei dieser Methode ist, dass das verwendete dest. Wasser frei von CO₂ ist. Erythrocyten hellgrünblau, Granula tiefblau bis schwarz gefärbt. Auswertung des Befundes wie unter A angegeben.



BARLOW's TRICHROM
Mastzellen-Granula



 

Notwendige Lösungen:
A. Wasser dest.	95	ccm
Eisenalaun	5	g
Coelestinblau     3 Minuten kochen, erkalten lassen, filtrieren, zufügen:	0,5	g
Schwefelsäure conc.	2	ccm
Glycerin                                                                             B. Haemalaun, Mayer C. Lithiumcarbonat-Lösung, gesättigt wässrig	14	ccm
D. Alkohol 70% ig	99	ccm
Salzsäure conc.	1	ccm
E. Barlow's Trichrom sicc.	1,55	g
Wasser dest.	60	ccm
Salpetersäure conc.                                                             5 - 10 Minuten stark kochen, abkühlen lassen, zufügen:	0,25	ccm
Glycerin                                                                                  auffüllen mit Wasser dest. auf 150 ccm Anm.: Lösung nur beschränkt haltbar	50	ccm
F. Essigsäure 1% ig wässrig	100	ccm
Lissaminechtgelb	0,1	g

                 oder
G. Lichtgrün 0,25%ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Bouinscher Lösung oder Alkohol.
2. Färben in Lösung A, 2 Minuten.
3. Abspülen unter Wasser.
4. Färben in Lösung B, 2 Minuten.
5. Abspülen und bläuen mit Lösung C.
6. Differenzieren mit Lösung D.

Kontrollieren unter dem Mikroskop, bis zur Aufhellung des Cytoplasmas und der dadurch erkennbaren Abzeichnung der Kerne.

7. Färben in Lösung E, 5 - 15 Minuten.
8. Abwaschen in fließendem Wasser.
9. Gegenfärben mit Lösung F oder G.
10. Spülen in Wasser.
11. Entwässern mit Alkohol.
12. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:

Mastzellen Granula: Knorpel, Keratin,	orange bis rot
Bakterien:	rosa bis rot
Mucin:	zart rosa
Kerne:	blau
andere Gewebeanteile:	grün oder hellgelb (je nach Gegenfärbung)

Lit.:  Barlow, R. M. (1957), J. Path. & Bact. LXXIII: 272 - 274


PAPANICOLAOU  EA 36
  Paraffinschnitte von Keratin-Epithel



Notwendige Lösungen:

1. Haematoxylin Harris
2. Orange OG₆
3. Farblösung E A 36

Färbevorschrift:

1. Fixieren in 10 %igem Formaldehyd oder 80% igem Alkohol, einbetten in Paraffin.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren mit Xylol.
3. Einlegen in Wasser, durch absteigende Alkoholreihe.
4. Färben rnit Lösung A, 6 Minuten.
5. Spülen unter fließendem Wasser, 2 - 3 Minuten.
6. Waschen in aufsteigender Alkoholreihe.
7. Färben mit Lösung B, 5 Minuten.
8. Gut spülen in 95 %igem Alkohol (Gefäßwechsel).
9. Färben mit Lösung C, 2 1/2 Minuten, unter gelegentlichem Schütteln.
10. Gründlich spülen in 95 %igem Alkohol (Gefäßwechsel).
11. Entwässern mit Alkohol absolut.
12. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Keratin:                       orange
         Collagenes Gewebe:     orange bis rot
Lit.:Johnson, P. L. & Klein, M. N. (1956), Stain Techn. 31 : 223 - 225
Papanicolaou, G. N. (1942), Science 95 : 458

Säurefuchsin-Essigsäure
     Unterscheidung der alpha- und beta-Zell-Granula in Schleimpräparaten

Notwendige Lösung:
A. Säurefuchsin                                                                                    1 g
    Wasser dest.                                                                                 100 ccm
    Eisessig                                                                                            1 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Hellyscher Flüssigkeit, 6 - 24 Stunden, einbetten in Paraffin.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe einbringen in Wasser.
3. Färben in Lösung A, 1 Stunde.
4. Waschen unter fließendem Wasser.
5. In noch feuchtem Zustand Kontrolle unter dem Mikroskop, wenn betaZellen nicht bläulich-violett erscheinen, so nochmals einstündigc Färbung mit Lösung A und erneute Kontrolle.
6. Entwässern durch aufsteigende Alkoholreihe.
7. Aufhellen in Toluol, einbetten in Canadabalsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
               Alpha-Zell-Granula:          rot
               Beta-Zell-Granula:           blau-violett
Lit.: Petrovitch, A. (1953), Bull. Micr. Appl. Ser. 2, 3; 84—85.



Erythrosin-Wasserblau-Haematoxylin
Zyklus-Diagnostik




Notwendige Lösungen:

1. Haematoxylin, Ehrlich
2. Erythrosin 0,5 %ig wässrig
3. Phosphormolybdänsäure 2 %ig
4. Wasserblau 2 %ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Fixieren in gleichen Teilen Äther-Alkohol, 5 - 15 Minuten.
2. Gründlich waschen in absteigender Alkoholreihe.
3. Waschen in Wasser.
4. Färben in Lösung A, 20 Minuten.
5. Waschen in Wasser.
6. Differenzieren in 0,5 %iger Salzsäure.
7. Waschen in fließendem Wasser, einige Stunden.
8. Bläuen in Lithiumcarbonatlösung gesättigt wässrig.
9. Gut waschen in Wasser.
10. Einlegen in Lösung B, 15 Minuten.
11. Waschen mit Wasser.
12. Beizen in Lösung C, 5 Minuten.
13. Gut waschen in Wasser.
14. Färben in Lösung D, 20 Minuten.
15. Gut waschen mit Wasser.
16. Trocknen an der Luft, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Kerne:                dunkelblau
         Cytoplasma:      rot oder blau (während der Menstruation),  schwach purpur (kurz vor der Menstruation)
Lit.:  Van Duijn, Inr., C. (1956), Mikroskopie, 10:396 -400




Alizarinrot S
Calcium-Nachweis



 

Notwendige Lösungen: A. Aluminiumacetat 2 %ig wässrig
B. Alizarinrot S                                                                                             1	g
Wasser dest.                                                                                          99 C. Polychromes Methylenblau, Unna Färbevorschrift: Beizen der in Alkohol fixierten und in Paraffin eingebetteten Schnitte in Lösung A, 24 Stunden. Waschen in Wasser. Färben in Lösung B, 24 Stunden. Waschen in Wasser. Waschen in 95 %igem Alkohol bei 60° C. Gegenfärben in Lösung C. Waschen, entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol. Färbeergebnis:           Calcium:             rot           Cytoplasma:       gelb           Kerne:                blau           Knorpel:             tief violett Lit.: Langeron, M. (1934), Precis de microscopie, 5. Aufl. (Masson & Cie., Paris)	ccm

Haematoxylin-Heidenhain
Kernfärbung



Notwendige Lösungen:

1. Eisensalz-Lösung Heidenhain I
2. Haematoxylin Heidenhain II
3. Orange G 0,5 %ig wässrig

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Zenker oder Bouin, einbetten in Paraffin.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren.
3. Durch absteigende Alkoholreihe, beizen in Lösung A, 30 Minuten bis 3 Stunden.
4. Waschen in Wasser.
5. Färben mit Lösung B, 1 - 3 Stunden.
6. Waschen in Wasser.
7. Differenzieren mit Lösung A (Kontrolle unter dem Mikroskop).
8. Waschen in Wasser, 5 - 10 Minuten.
9. Gegenfarben mit Lösung C, 2 - 5 Minuten.
10. Entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
          Kerne:                        schwarz
          Cytoplasma-Struktur:  orange
Lit.: Heidenhain, M. (1892), Festschrift f. A. v. Kölliker (Engelmann, Leipzig) 109 - 165
Mayer, P. (1899), Zts. Wiss. Mikr., 16, 196 - 220
   

SUDAN III
Fettfärbung



Notwendige Lösungen:

1. Sudanlösung, Daddi
2. Haemalaun, sauer, Mayer

Färbevorschrift: Zur Verwendung kommen Gefrierschnitte.

1. Fixieren in Formalin oder Helly.
2. Schnitte übertragen in 50 %igen Alkohol.
3. Färben mit Lösung A, 30 Minuten.
4. Über 50 %igen Alkohol einbringen in Wasser.
5. Gegenfärben mit Lösung B, 4 - 6 Minuten.
6. Spülen mit fließendem Wasser.
7. Einbetten in Glyceringelatine Kaiser oder Gelatinol.

Färbeergebnis:
               Fett:               rotgelb
               Kerne:            violett
Lit.:    Daddi, Arch. ital. Biol., Bd. 26, 142 – 146


SUDANSCHWARZ
Fettfärbung

 

Notwendige Lösungen:
A. Sudanschwarz	0,1 g
Alkohol 70 %ig	100 ccm
B. Kernechtrot-Aluminiumsulfat	5,2 g
Wasser dest.	95 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Helly, einbetten in Histowachs oder Anfertigung von Gefrierschnitten.
2. Übertragen aus 40 %igem Alkohol in Lösung A für 30 Minuten bis 3 Stunden (Kontrolle).

Anm.: Großtropfiges Fett ist schon in 5 -10 Minuten stark gefärbt.

3. Kurz spülen in Alkohol 40 %ig.
4. Gegenfärben mit Lösung B, 10 - 15 Minuten.
5. Spülen in Wasser.
6. Einbetten in Glyceringelatine oder Gelatinol.

Färbeergebnis:
              Fett:               blauschwarz
               Kerne:            rot
Lit.:    Lison, C. R. Soc. Biol., Paris, Bd. 115, 202 - 205



SHORR-Stain
Vaginal-Ausstriche



Notwendige Lösung:
A.  Shorr, Differential Stain S 3

Färbevorschriff:

1. Fixieren  der noch feuchten Ausstriche mit gleichen Teilen Äther und Alkohol, 1 - 2 Minuten.
2. Färben mit Lösung A, 1 Minute.
3. Entwässern in 70 %igem und absolutem Alkohol durch mehrmaliges Eintauchen.
4. Aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Verhornte Zellen:               orangerot
         Nicht verhornte Zellen:       grün
Lit.: Shorr, (1940), Science 91, 321
Shorr, (1941), Science 94, 545
Sinai, J. Mt. (1945), Hosp. XII, 667
         

Luxol fast blue MBS-Perjodsäure-Schiff-Methode
      Nieren-Schnitte




Notwendige Lösungen:
   A. Luxol fast blue MBS                                                                  0,1 g
       Alkohol 95 %ig                                                                        100 ccm
   B. Lithiumcarbonat 0,05 %ig wässrig
   C. Perjodsäure 0,5 %ig wässrig
   D. Schiffs-Reagens
   E. Natriummetabisulfit                                                                  0,5 g
       Wasser dest.                                                                           99 ccm
       Salzsäure conc.                                                                         1 ccm
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Regaud, einbetten in Paraffin, entparaffinieren, über absoluten Alkohol einbringen in 95 %igen Alkohol
2. Direkt einlegen in Lösung A, färben 2 - 4 Stunden.
3. Farbüberschuß auswaschen mit 95 %igem Alkohol und Wasser.
4. Differenzieren mit Lösung B, 3 - 5 Sekunden.
5. Waschen mit 70% igem Alkohol und Wasser.
6. Einlegen in Lösung C, 5 Minuten.
7. Übertragen in Lösung D, 20 Minuten.
8. Mehrmals waschen in Wasser.
9. Einbringen in Lösung E, 3maliger Badwechsel, je 1 - 2 Minuten.
10. Waschen in Wasser, entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Bürstenbesatz:                    rötlich
         Mitochondria:                      dunkelblau
          Hyalin, Grundmembran:      purpur
Lit.: Shanklin, W. M. & Nassar, T. K. (1959), Stain Tech., 5:257



Fastgreen FCF-Safranin
Mitochondria-Färbung
Notwendige Lösungen:
   A. Fastgreen FCF                                                                                     2 g
       Anilin                                                                                                 5 ccm
       Wasser dest.                                                                                     45 ccm
   B. Pikrinsäure 1,2 %ig wässrig
   C. Phosphormolybdänsäure 1 %ig wässrig
   D. Safranin rein                                                                                       1 g
       Alkohol                                                                                              50 ccm
       Wasser dest.                                                                                      50 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren, einbetten.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe einbringen in Wasser.
3. Färben in Lösung A (auf 62° C erwärmt), 6 Minuten.
4. Spülen in Wasser.
5. Einbringen in Lösung B, 10 Minuten.
6. Spülen in Wasser.
7. Beizen in Lösung C, 1 Minute.
8. Waschen in Wasser.
9. Gegenfärben mit Lösung D, 3 - 6 Minuten.
10. Durch aufsteigende Alkoholreihe entwässern (Mikroskopkontrolle, da Safraninin Alkohol löslich), aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
Mitochondria: blaugrün
Erythrocyten, Nucleoli, Plasmosomen: grasgrün
Kerne, Plasma: safraninrot
Lit.: Harman, J. W. (1950), Stain Tech., 25:69



Alcianblau-Perjodsäure-Schiff-Reaktion
Mucopolysaccharide



Notwendige Lösungen:
   A. Alcianblau 8 GS                                                                               0,5 g
       Wasser dest.                                                                                  100 ccm
       Essigsäure conc.                                                                             0,5 ccm
       Chloroform                                                                            einige Tropfen
   B. Phosphormolybdänsäure 1 %ig wässrig
   C. Perjodsäure 0,8 %ig wässrig
   D. Reagens nach Schiff

E. Natriummetabisulfit                                                                         0,5 g
Wasser dest.                                                                                   99 ccm
Salzsäure conc.                                                                                 1 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in 4 %iger Formollösung in 90 %igem Alkohol, einbetten in Paraffin.
2. Entparaffinieren, über absteigende Alkoholreihe einbringen in Wasser.
3. Färben in Lösung A, 10 Minuten.
4. Waschen in Wasser.
5. Einlegen in Lösung B, 6 Minuten.
6. Gründlich spülen in Wasser.
7. Einstellen in Lösung C, 10 Minuten.
8. Gut spülen mit Wasser, 5 Minuten.
9. Einlegen in Lösung D, 15 Minuten.
10. Spülen mit Lösung E, 3 maliger Badwechsel je 2 Minuten.
11. Waschen in Wasser, 2 - 5 Minuten.
12. Über aufsteigende Alkoholreihe klären in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
         Glykogen:                                   purpurrot
         Neutrale Mucopolysaccharide:       blassrot
         Saure Mucopolysaccharide:           blau bis blauviolett
Lit.: Runge, H., Ebner, H. & Lindenschmidt, W. (1956), Deut. Med. Woch. 38:1526



Luxol fast blue MBS
Alpha-Zellen



Notwendige Lösungen:
   A. Luxol fast blue MBS                                                                     0,1 g

   B. Alkohol 95 %ig                                                                           100 ccm
       Eisessig                                                                                  10 Tropfen
   C. Lithiumcarbonat 0,05 %ig wässrig
   D. Erythrosin                                                                                     1 g
       Wasser dest.                                                                               100 ccm

Färbevorschrift:

1. Fixieren in Bouin oder Formalin, einbetten in Paraffin, entparaffmieren.
2. Nach Behandlung mit absolutem und 95 %igem Alkohol, sofort färben in Lösung A bei 55° C, 2 - 4 Stunden.
3. Entfernen des Farbüberschusses mit 95 %igem Alkohol und Wasser.
4. Differenzieren durch rasches Eintauchen in Lösung B,  3 - 5  Sekunden. Anschließend 4 Waschungen mit 70 %igem Alkohol. Das letzte Alkohol bad muss frei von Farbstoff sein.
5. Waschen in Wasser (Differenzierungskontrolle unter dem Mikroskop).
6. Gegenfarben mit Lösung C, 5 - 10 Sekunden.
7. Waschen in Wasser, entwässern, aufhellen in Xylol, einbetten in Balsam oder Malinol.

Färbeergebnis:
              Alpha-Zellen:   blau
              Beta-Zellen:    ungefärbt
Lit.: Shanklin, W. M.; Nassar, T. K.; Issidorides, M. (1959), Stain Tech. 2:55



Luxol fast blue MBS
Hirn-Schnitte



Notwendige Lösungen:

   A. Luxol fast blue MBS                                                                 0,1 g

       Wasser dest.                                                                          100 ccm
       Eisessig                                                                              10 Tropfen
   B. Lithiumcarbonat 0,05 %ig wässrig
Färbevorschrift:

1. Fixieren in Formalin, 1 - 2 Wochen vor der Färbung.
2. Waschen in Wasser, mindestens 6 Stunden.
3. Entwässern, 2 mal in 95 %igem Alkohol, je 1 Stunde.
4. Färben bei 45 - 55° C in Lösung A, 16 - 18 Stunden.
5. Entfernen des Farbüberschusses mit 95 % gem Alkohol.
6. Spülen in Wasser.
7. Differenzieren mit Lösung B, bei mehrmaligem Badwechsel.
8. Mehrmals spülen in 70 %igem Alkohol unter Schütteln.
9. Waschen in Wasser.
10. Einbetten in Gelatinol

Färbeergebnis:
              Weiße Substanz:      leuchtend blau
              Graue Substanz:      blassgrün oder grau
Lit.: Dziabis, M. D. (1958), Stain Tech. 2:96